Instructions pour déterminer la sensibilité ou la résistance des moustiques adultes aux insecticides organochlorés, organophosphorés et carbamates : test diagnostique ou discriminatoire

WORLD HEALTH ORGANIZATION w‘dO/VBC/ 81-806 ORGANISATION MONDIALE DE LA SANTE mama: moms Instructions pour déterminer la sensibilité ou la résistance des moustiques adultes aux insecticides organochlorés, organophosphorés et carbamates : test diagnostique ou discriminatoire 1. INTRODUCTION .1 Oblfifmfiicijflifif de l'épreuveIn- L'objectif essentiel des épreuves de sensibilité est de déceler précocément les indivi- dus résistants dans une population d'insectes, afin de réaliser a temps un plan de lutte anti- vectorielle capable de contrer 1a situation quand l'insecticide employé n'est plus efficace. Poul 1e déplstdge précoce de la resistance, deux approches sont nécessaires: i) L'établissement d'une courbe de référence de sensibilité de la population normale. Par "normale", on entend une population d'inscctes qui n'a jamais été exposée a la pression sélective d'un insecticide et dans laquelle les individus résistants sont rares. L'exposition d'une telle population a différentes concentrations d'insecticide on 5 une meme concentration pendant des périodes de temps variables, devrait donner sur papier gausso-loga- rithmique une droite typique démontrant ainsi la relation étroite entre la concentration ou temps d'exposition et les taux de mortalité obtenus. De ces données, il est possible de prédire par extrapolation la concentration ou le temps qui tue normalement tous les individus d'une population sensible. Ceci représente donc 1a concentration/temps d'exposition diagnos- tique ou discriminant. ii) L'exposition fréquente d'une population, sous pression sélective de l'insecti- cide, a cette concentration ou temps diagnostique devrait donc servir a déceler l'apparition d'individus anormalement tolérants a l'insecticide et aussi a suivre les variations de leur fréquence. 1.2 Concentration/temps d'exposition diagnostique établis Les combinaisons doses discriminatoires/temps d'exposition provisoires pour les mousti- ques adultes figurent dans le tableau 1. Ces données ont été obtenues avec des moustiques femelles a jeun a la temperature de 27°C. De toute vraisemblance, les mémes résultats seraient obtenus avec des specimens gorges, mais pas avec les femelles commengant l'hibernation. Parce que les taux de mortalité sont affectés par la temperature, on prendra soin d'enregistrer la temperature pendant la période d'exposition et de mise en Observation. En régle générale, les temperatures élevées produisent une hausse de la mortalité, et les temperatures plus faibles donnent des taux de survie plus élevés. C'est pour cela que la correlation température-toxicité doit étre prise en consideration dans l'exécution de ces épreuves, sous les conditions variables de temperature. Les concentrations/période d'exposition discriminatoire provisoires sont données a titre indicatif et doivent Stre testées sur le terrain avant leur choix définitif. Theissue ofthm documentdoes not consfinne Ce documentne constnue pas une pubhcanon formal publicatlon. It should not be reviewed. II ne dost taure I‘objet d'aucun compte rendu ou abstracted or quoted wuthout the agreement of résurné m d'auCUne cutatlon sans l‘autonsatnon de the World Health Organization. Authors alone I’Orgamsatuon Mondnale de la Santé. Les opvmons are responsnble for views expressed m signed expnmées dans les articles sugnés n‘engagent articles. que leurs auteurs WHO/VBC/8l.806 Page 2 1.3 Utilisation des concentrations at périodes d'egpgsition discriminatoires Des épreuves ultérieures doivent étre exécutées périodiquement avec 7S moustiques au moins, de préférence avec 100 spécimens, bien qu'il soit reconnu qu'il sera peut-étre difficile de récolter un nombre suffisant de specimens pour satisfaire les exigences statistiques, d'au- tant que l'insecticide agit efficacement en réduisant la population de moustiques, et surtout pendant les saisons ofi la reproduction de ces insectes est fortement réduite. Un avertissement donnant lieu de craindre la présence possible d'une resistance physio- logique est donné quand des survivants se retrouvent réguliérement dans les épreuves exécu- tées avec une période d'exposition discriminatoire, judicieusement choisie. L'observation oc- casionnelle de survivants lors de ces contr61es peut s'expliquer par une variation normale. Si, toutefois, l'observation des survivants se reproduit réguliérement dans 3 contrBles succes- sifs, il convient de pousser les recherches par d'autres investigations. 1.4 Choix des spécimens Bien qu'il y ait rarement une différence de sensibilité entre les deux sexes, des femel- les gorgées (présentant les signes d'un repas de sang) sont utilisées exclusivement dans les épreuves de terrain. Si les moustiques sont peu nombreux, il est permis d'utiliser un lot mixte de femelles gorgées et non gorgées (a jeun), a condition de consigner la composition du lot. Les moustiques peuvent avoir été capturés dans des locaux préalablement traités on non de la zone considérée, mais leur origine doit étre indiquée sur la formule de rapport. Quand i1 n'est pas possible de capturer des moustiques adultes en nombre suffisant, on peut récolter les stades jeunes (larves et nymphes) pour obtenir des adultes. Dans certains cas, on peut utiliser exclusivement des femelles non gorgées de sang, prélevées par exemple parmi les insectes récemment éclos provenant d'une collecte de larves. 1.5 Conditions de l'épreuve Les épreuves doivent étre exécutées dans des locaux indemnes de toute contamination par des insecticides et dans lesquels ne régnent pas des conditions extrémes de température, d'humidité, d'éclairage ou de ventilation. Autant que possible, les épreuves ultérieures de contrBle doivent étre réalisées dans des conditions semblables de temperature et d'humidité. Le transport des insectes a un laboratoire central modifie souvent la mortalité, sous l'effet des facteurs autres que l'insecticide lui-méme; on s'en apergoit aisément 5 la forte mortalité qui se produit alors chez les témoins. 2. COMPOSITION DU NECESSAIRE D'EPREUVE Le nécessaire et/ou les papiers imprégnés d'insecticide peuvent Etre commandés séparé- ment. Dans la commande pour insecticide, i1 faut specifier l'insecticide choisi et le nombre ~de boites de papiers imprégnés a fournir. 2.1 Nécessaire d'épreuve Le nécessaire comprend: a) 8 tubes en matiére plastique, de 125 mm de longueur et de 44 mm de diamétre; 2 d'entre eux (marqués d'une pastille rouge) serviront a exposer les moustiques a l'insecti- cide; 2 (marqués d'une pastille verte) seront utilisés pour observer les témoins qui ne sont pas exposés a l'insecticide; les 4 autres (marqués également d'une pastille verte) serviront comme tubes de mise en observation (sélection préalable des insectes et observation des résul- WHO/VBC/81.806 Page 3 tats apres l'exposition). Chaque tube est fermé a l'une de ses extrémités par un tamis de numéro mesh 16; b) 4 manchons filetés aux deux extrémités, traverses perpendiculairement a leur axe d'une plaque coulissante percée d'un orifice de 20 mm de diamétre; c) 16 feuilles (12 cm x 15 cm) de papier vierge pour doubler intérieurement les tubes de mise en observation; d) 8 bagues métalliques (6 d'argent et 2 de cuivre) destinées a maintenir les papiers contre les parois des tubes. Les bagues d'argent ne serviront que pour les tubes de mise en observation et les tubes destinés aux témoins; les bagues de cuivre sont réservées aux tubes d'exposition; e) 2 tubes d'aspiration en verre, de 12 cm de diamétre intérieur, et un tube souple de 60 cm de longueur; f) un rouleau de ruban adhésif; g) une notice d'instructions, 20 jeux de formules de rapport et 3 feuilles de papier gausso-logarithmique pour établir les lignes de régressionl, en employant des périodes variables d'exposition avec une concentration unique pour chaque insecticide. 2.2 Insecticides a) une bofte2 de papiers imprégnés de DDT (isomére - p,p') a la concentration de 423 b) une boi‘te2 de papiers imprégnés de dieldrine a la concentration de 0,413 c) une bofte2 de papiers imprégnés de malathion a la concentration de 5.0% d) une boi‘te2 de papiers imprégnés de fénitrothion a la concentration de 1,024 e) une boite2 de papiers imprégnés de propoxur a la concentration de 0,12 Des formules de rapport et du papier gausso-logarithmique supplémentaires peuvent étre demandés séparément. Chaque boite contient 8 papiers imprégnés de 12 x 15 cm chaque. Pour les organochlorés, une boite de papier témoin sera jointe a Chaque commande comportant 8 boites ou mains. Pour les organophosphorés et les carbamates, une boite de papier témoin sera fournie pour chaque commande comportant h boites ou moins. Des papiers imprégnés de bendiocarb 0,12, chlorphoxime SZ, deltaméthrine 0.025% (nom propose par 180 = Organisation Internationale de Standardisation) et perméthrine 0,252, peuvent étre fournis sur demande spéciale, pour les travaux de recherches. Ces papiers imprégnés spécialement cofitent plus cher. Le délai de livrai- son est de deux mois au moins. En ce qui concerne 1e pirimiphos methyl, les papiers imprégnés avec cet insecticide ont donné des résultats variables, par consequent si des épreuves sont nécessaires, l'OMS peut fournir 1e pirimiphos methyl technique, 1e papier filtre et la méthode a suivre pour preparer localement les papiers imprégnés. WHO/VBC/81.806 Page 4 3. TECHNIQUE a) Dans chaque tube de mise en observation, introduire une feuille de papier vierge, roulée en cylindre, de maniére a doubler intérieurement 1e tube; la fixer par une bague d'ar- gent. Adapter 5 chaque tube un manchon fileté. b) Capturer environ 100 moustiques femelles au moyen du tube d'aspiration (fig. l,A). Si l'on ne manipule pas les moustiques avec précaution au moment de la collecte, on risque de provoquer une mortalité élevée qui induira en erreur. Il faut récolter les insectes par lots de 10 au plus (fig. l,B), puis les transférer doucement dans les tubes de mise en observation par l'orifice ménagé dans la plaque coulissante (fig. 1,0); on introduire ainsi 15 a 25 mous- tiques par tube. Tout écart par rapport a ces chiffres risquerait de compromettre la validité des résultats. c) Une période d‘attente préliminaire peut s'imposer pour éviter l'utilisation d'in- sectes traumatisés. A cette fin, poser les tubes verticalement, tamis en haut, pendant l heure au moins. Au bout de cette période, enlever les insectes traumatisés. d) Dans chaque tube d'exposition, introduire un papier imprégné, roulé en cylindre, de maniére a doubler intérieurement le tube, et le fixer au moyen d'une bague métallique en cuivre upour les tubes a papier imprégné, et une bague en argent pour les papiers témoins. e) Introduire les moustiques dans le tube d'exposition préalablement vissé sur l'extré- mité libre du manchon (fig. 1,D). A cette fin, faire coulisser 1a plaque de maniere a dégager entiérement l'ouverture, souffler doucement pour faire passer les moustiques du tube d'obser- vation dans le tube d'exposition, puis fermer en repoussant la plaque. (S'il y a lieu, limer 1e cran d'arrét de la plaque pour faciliter l'opération). Détacher le tube de mise en observa- tion et le mettre en réserve. f) Laisser les tubes d'exposition en position verticale, tamis en haut (fig. 1,E), pendant une heure scus un éclairage diffus modéré. g) A la fin de la période d'exposition, faire passer a nouveau les moustiques dans les tubes de mise en observation en effectuant en sens inverse les manipulations décrites ci-dessus sous e). Lorsque quelques moustiques ont été étourdis pendant la période d'exposition, tenir le tube horizontalement et tapoter légérement pour détacher les insectes de la plaque avant de la faire coulisser. Adapter 1e tube de mise en observation, tirer la plaque et faire passer les moustiques dans le dernier tube en soufflant doucement; fermer en repoussant la plaque, puis détacher 1e tube d'exposition. Poser alors 1e tube de mise en observation verticalement, tamis en haut, et placer un tampon de coton humide sur le tamis (fig. 1,F). 0n peut remplacer les tubes d'observation par des boites, gobelets de carton ou autres recipients, a condition de les utiliser systématiquement. h) Conserver les tubes de mise en observation pendant 24 heures a l'écart et a l'ombre en un lieu ou la temperature ne dépasse pas 30°C. Enregistrer, si possible, les temperatures maximale et minimale du local au caurs de ces 24 heures. S'il y a lieu, protéger les tubes des fourmis en les plagant sur un support dressé dans une cuvette remplie d'eau. Si l'air ambiant est trés chaud et trés sec, on peut humidifier l'atmosphére en suspendant un linge mouillé. i) Aprés 24 heures, dénombrer les insectes morts. Pour enlever les moustiques morts, retirer doucement la plaque coulissante et détacher le tube avec précaution. Tout insecte incapable de marcher est compté comme mort. Pour faciliter le dénombrement des survivants, on peut soit les étourdir en donnant une brusque secousse au tube, soit les anesthésier au chloroforme ou a l'éther. (Avoir soin d'éviter que le manchon fileté et les tubes d'exposition, qui sont faits d'une matiére WHO/VBC/81.806 Page 5 plastique soluble dans un produit, n'entrent pas en contact avec eux). Les résultats seront consignés sur la formule de rapport fournie a cet effet. Des exemplaires du rapport établi seront communiqués conformément aux indications données a la page 6- j) Quatre épreuves paralléles doivent étre exécutées avec chacune des concentrations/ périodes d'exposition choisies. Quatre épreuves témoins avec des papiers imprégnés a l'huile seulement sont aussi recommandés. k) Toute épreuve dans laquelle 1a mortalité des témoins dépasse 20% est invalidée et sera recommencée. Une forte mortalité des témoins peut étre due a l'emploi de specimens récoltés dans des locaux traités; dans ce cas, il est recommandé de récolter les insectes en-dehors de ces locaux ou d'exécuter ces épreuves avec des adultes fraichement éclos des stades aquatiques. 4. REMARQUES GENERALES a) Extrait de son emballage, chaque papier imprégné peut servir jusqu'a 20 fois et pendant trois semaines, a condition que toutes les precautions aient été prises pour éviter l'évaporation de l'huile minérale. A cet effet, il convient de laisser les papiers dans les tubes, dont on prendra soin de bien envelopper l'ouverture, et de placer le tout dans la boite du nécessaire, que l'on conservera dans un endroit frais. Ne jamais utiliser un papier plus de trois semaines aprés l'avoir extrait de son emballage. b) Chaque fois qu'un papier imprégné a été retiré d'un paquet, resceller soigneusement celui-ci avec le ruban adhésif fourni. Conserver les paquets dans un endroit frais, mais non au frigorifique, 1e stockage a temperature trop basse pOuvant provoquer la cristallisation des preparations les plus concentrées. Eviter 1e stockage prolongé a temperature élevée. Ne pas employer les papiers passée la date limite indiquée sur l'emballage. Les papiers aux orga- nochlorés sont utilisables pendant 5 ans a partir de la date d'imprégnation a condition que les paquets soient constamment maintenus scellés. c) Pour determiner la durée optimale d'exposition, effectuer des épreuves avec la concentration la plus élevée de la série jusqu'a l'obtention d'une mortalité de 1002. Pour- suivre ensuite les épreuves avec toute 1a gamme des concentrations pour obtenir la ligne de régression concentration-mortalité. En ce qui concerne le DDT, une période d'exposition d'une heure a 42 est considérée suffisante. Si cette période ne donne pas une mortalité de 1002, elle peut étre augmentée a 2, d et 8 heures d'exposition. 5. RESULTATS 3) Pour tracer les lignes de regression de base, concentration-mortalité pour les organochlorés ou période d'exposition-mortalité pour les organophosphorés et les carbamates, les résultats des quatre épreuves paralléles pour chacune des concentrations ou périodes d'ex- position choisies sont reportées sur papier gausso-logarithmique. La ligne de regression peut etre tracée a vue et la concentration-période d'exposition qui tue les différents pourcentages des insectes testés est lue sur le graphique. La concentration qui tue SOZ des specimens est la CLSO, celle qui tue 95% est la CL95. De la meme facon, la période d'exposition qui tue 50% WHO/VBC/81.806 Page 6 des spécimens est le TLSO, celle qui tue 952 des specimens testés est le TL95, pour les orga- nophosphorés et les carbamates. La ligne de régression peut étre prolongée pour determiner les CL et TL99.9 (quoiqu'on doive réaliser que cela est trés approximatif). Pour trouver les indi- cations sur les méthodes qui permettent un calcul plus précis des CL et TL, on peut consulter les travaux de Swaroop. b) Lorsque la mortalité des témoins est comprise entre 52 et 20%, i1 convient de cor- riger les taux de mortalité en appliquant la formula d'Abbott: mortalité des s écimens d'épreuve (en Z) - mortalité des témoins (en Z)P x 100 100 - mortalité des témoins (en Z) c) Le degré d'exactitude avec lequel les résultats peuvent étre interprétés dépend de la sfireté des données obtenues. En réalisant l'épreuve sur le nombre maximal (25) de specimens prévu par tube, on diminue l'effet des differences dues aux réactions individualles. Les lignes de régression fondées sur les résultats d'expériences exécutées routes avec le méme nombre de specimens sont les plus sfires. 6. INTERPRETATION DES RESULTATS Voir l'annexe 1: "Critéres et signification des épreuves pour la determination de la sensibilité ou de la résistance des insectes aux insecticides".2 7. COMMUNICATION DES RAPPORTS Il importe au plus haut point que tous les résultats obtenus par l'emploi du nécessaire d'épreuve soient communiqués a l'OMS. Les utilisateurs de ce nécessaire sont donc priés d'en- voyer des exemplaires de tous leurs rapports a la Division de la Biologie des Vecteurs et de la Lutte antivectorielle, Organisation mondiale de la Santé, 1211 Genéve 27, Suisse. Un exem- plaire de chaque rapport sera adressé au Bureau régional competent.3 Swaroop, S. (1966). Méthodes statistiques utilisables dans les campagnes d'éradication du paludisme, Geneve (Organisation mondiale de la Santé, Série de Monographies, N° 51). 2 3 OMS, Série de Rapports techniques, N° 585, 1976. Liste des Bureaux régionaux de l'OMS: Bureau régional de l'Afrique, B.P. 6, Brazzaville, République populaire du Congo Bureau régional des Amériques, 525, 23rd Street, N.W. - Washington, D.C. 20037, Etats-Unis d'Amérique Bureau régional de la Méditerranée orientale, B.P. 1517, Alexandrie 21522, Egypte Bureau régional de l'Europe, 8 Scherfigsvej, 2100 Copenhague 0, Royaume du Danemark Bureau régional de l'Asie du Sud-Est, World Health House, Indraprastha Estate, Mahatma Gandhi Road, New-Delhi 110002, Inde Bureau régional du Pacifique occidental, P.0. Box 2932, Manille 2801, République des Philippines wuo/VBC/81 .806 Page 7 FIG. 1 EPREUVE POUR LA DETERMINATION DE LA SENSIBILITE 0U DE LA RESISTANCE DES MOUSTIQU'ES ADULTES AUX ORGANOCHLORES, ORGANOPHOSPHORES ET CARBAMATES TUBE DE MISE EN OBSERVATION TUBE DE MISE EN OBSERVATION TUBE I D'EXPOSITION | TUBE DE MISE EN ' OBSERVATION WHO/VBC/81.806 Page 8 TABLEAU 1. DOSES DISCRIMINATIVES PROVISOIRES POUR LES IMAGOS DE MOUSTIQUES ADULTES Anophéles Culex quinquelasciatus Insecticide Concentration Durée d'exposition Concentration Durée d'exposition DDT 4 % 1 h 4 % 4 h Dieldrine 0,4 7. 1 h? 4 ‘7. 1 h Malathion 5 Z 1 h S % 1 h Fénitrotion 1 Z 1 h 1 X 2 h Propoxur 0,1 Z 1 h 0,1 1 2 h Chlorphoxime 4 Z 1 h - - Perméthrine 0,25 7° 1 h 0,25 1 3 h? Décaméthrine 0,025 % 1 h 0,025 X 1 by 3 la Sauf pour A. sacharovi. Les tubes d'exposition doivent étre maintenus a plat de maniére que les moustiques qui sont en état de choc restent en contact avec le papier pendant toute la période de temps spécifiée. la