Всемирная организация здравоохранения (ВОЗ / WHO) · Publications

Tuberculosis laboratory biosafety manual

31 декабря 2012 г. Всемирная организация здравоохранения

Полный текст размещён на сайте публикующей организации. lawenc.com индексирует метаданные и ведёт на официальный источник.

Полный текст

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

WHO Library Cataloguing-in-Publication Data Tuberculosis laboratory biosafety manual. 1.Laboratories – standards. 2.Laboratory infection – prevention and control. 3.Tuberculosis – diagnosis. 4.Containment of biohazards. 5.Laboratory manuals. 6.Guideline. I.World Health Organization. ISBN 978 92 4 150463 8 (NLM classiﬁcation: WF 220)

All rights reserved. Publications of the World Health Organization are available on the WHO web site (www.who.int) or can be purchased from WHO Press, World Health Organization, 20 Avenue Appia, 1211 Geneva 27, Switzerland (tel.: +41 22 791 3264; fax: +41 22 791 4857; e-mail: bookorders@who.int). Requests for permission to reproduce or translate WHO publications – whether for sale or for noncommercial distribution – should be addressed to WHO Press through the WHO web site (http://www.who.int/about/licensing/copyright_form/en/index.html). The designations employed and the presentation of the material in this publication do not imply the expression of any opinion whatsoever on the part of the World Health Organization concerning the legal status of any country, territory, city or area or of its authorities, or concerning the delimitation of its frontiers or boundaries. Dotted lines on maps represent approximate border lines for which there may not yet be full agreement. The mention of speciﬁc companies or of certain manufacturers’ products does not imply that they are endorsed or recommended by the World Health Organization in preference to others of a similar nature that are not mentioned. Errors and omissions excepted, the names of proprietary products are distinguished by initial capital letters. All reasonable precautions have been taken by the World Health Organization to verify the information contained in this publication. However, the published material is being distributed without warranty of any kind, either expressed or implied. The responsibility for the interpretation and use of the material lies with the reader. In no event shall the World Health Organization be liable for damages arising from its use.

Contents EXECUTIVE SUMMARY PARTICIPANTS IN THE GUIDELINE DEVELOPMENT PROCESS ABBREVIATIONS INTRODUCTION 1. RISK ASSESSMENT AND THE CLASSIFICATION OF TB LABORATORIES 1.1 RISK ASSESSMENT FOR

V VI VII 1 5 5 6 6 10 11 11 13 13 16 16 17 17 19 20 20 20 24 24 24

LABORATORIES: WHAT IS IT?

1.2 HAZARD

IDENTIFICATION RISKS RISKS AND MITIGATION MEASURES

1.3 DETERMINING 1.4 MONITORING 1.5 EMPLOYEE

OCCUPATIONAL HEALTH PROGRAMME OF

1.6 CLASSIFICATION 2.

LABORATORIES

ESSENTIAL BIOSAFETY MEASURES FOR TB LABORATORIES 2.1 CODES OF PRACTICE

2.2 EQUIPMENT 2.3 DESIGN AND FACILITIES

2.4 TRAINING 2.5 WASTE HANDLING PROCEDURES FOR CONTAMINATED MATERIALS

2.6 DISPOSAL 3.

LOW-RISK TB LABORATORIES 3.1 FACTORS 3.2 SPECIFIC THAT INCREASE THE RISK OF INFECTION FEATURES AND ESSENTIAL MINIMUM BIOSAFETY MEASURES

MODERATE-RISK TB LABORATORIES 4.1 FACTORS 4.2 SPECIFIC THAT INCREASE THE RISK OF INFECTION FEATURES AND ESSENTIAL MINIMUM BIOSAFETY MEASURES

HIGH-RISK TB LABORATORIES (TB-CONTAINMENT LABORATORIES) 5.1 FACTORS 5.2 SPECIFIC THAT INCREASE THE RISK OF INFECTION FEATURES AND REQUIRED BIOSAFETY MEASURES

28 28 28 30 30 36 36 39 39 40 40 42 42

SAFETY EQUIPMENT 6.1 BIOLOGICAL SAFETY CABINETS WITH SAFETY BUCKETS

6.2 CENTRIFUGES 6.3 AUTOCLAVES 7.

PERSONAL PROTECTIVE EQUIPMENT AND CLOTHING 7.1 LABORATORY 7.2 RESPIRATORS 7.3 GLOVES GOWNS

PLANS FOR EMERGENCY PREPAREDNESS AND RESPONSE 8.1 EMERGENCY 8.2 EMERGENCY 8.3 SPILL PREPAREDNESS PLAN RESPONSE PROCEDURES FOR

LABORATORIES

42 43 44 46

CLEAN-UP KIT

REFERENCES

10. ANNEX ANNEX 1: MEETING PARTICIPANTS OF INTEREST

46 49 50

ANNEX 2: DECLARATIONS ANNEX 3: PEER

REVIEW PANEL

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Executive summary Following a technical consultation held between the World Health Organization (WHO) and the United States Centers for Disease Control and Prevention (CDC) in Atlanta, GA, in September 2008 on strategies, approaches and partnerships that could be implemented to improve laboratory biosafety worldwide, an Expert Group meeting was convened at WHO’s Headquarters in Geneva, Switzerland, in April 2009 to elaborate guidance on biosafety related to laboratory procedures for diagnosing tuberculosis (TB). Members of the Expert Group submitted Declarations of Interest. These were reviewed by WHO’s legal department prior to the meeting. The purpose of the meeting was to reach consensus on the basic principles of laboratory practices and design necessary to establish minimum criteria to ensure biosafety during TB microscopy, culture, drug-susceptibility testing (DST) and molecular testing in different countries and epidemiological settings. This manual was developed from the Expert Group meeting. The recommendations are based on assessments of the risks associated with different technical procedures performed in different types of TB laboratories; the manual describes the basic requirements for facilities and practices, which can be adapted to follow local or national regulations or as the result of a risk assessment. Risk assessments require careful judgement: on the one hand, underestimating risks may lead to laboratory staff being exposed to biological hazards but, on the other hand, implementing more rigorous risk mitigation measures than are needed may result in an unnecessary burden on laboratory staff and higher costs to establish and maintain the laboratory’s infrastructure. Risk assessments should consider the bacterial load of materials (such as specimens and cultures), the viability of the bacilli, whether the material handled is prone to generate aerosols during the activity being assessed, the laboratory’s workload, the epidemiology of the disease, and the health of laboratory workers; assessments should also consider other factors that may inﬂuence the likelihood or the consequence of exposure to TB. The intended audience for these recommendations are directors and managers of laboratories and TB programmes as well as the laboratory technicians who test for TB, especially in high-burden, lowresource settings. In this document, the laboratory or section of the laboratory conducting TB testing is referred to as the TB laboratory. The recommendations are speciﬁc to laboratories that follow well deﬁned procedures to test samples potentially containing Mycobacterium tuberculosis. For any other combination of pathogen and procedures, a process similar to the one used here could be used to deﬁne biosafety precautions. This manual was approved by WHO’s Guidelines Review Committee1 in May 2012, and explanations are provided throughout the manual where it differs from WHO’s Laboratory biosafety manual, 3rd edition.2 It is intended to inform rather than replace country-level requirements and standards for biosafety. The recommendations do not supersede any local or national rules or regulations. Review by date: 2017

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Participants in the guideline development process The following contributed to the writing of this manual: Christopher Gilpin (Lead), Jean Iragena, Fuad Mirzayev, Wayne van Gemert, Karin Weyer The following participated in the joint CDC–WHO International Technical Consultation on Laboratory Biosafety, 2–4 September 2008, Atlanta, GA, USA: May Chu, Daniela Cirillo, Philippe Dubois, Christopher Gilpin, Paul Jensen, Shanna Nesby, Nicoletta Previsani, John Ridderhof, Thomas M Shinnick, Veronique Vincent, Karin Weyer. The following were members of the Expert Group convened at WHO’s Headquarters, 8–9 April 2009, Geneva, Switzerland: Jenny Allen, May Chu, Daniela Cirillo, Sébastien Cognat, Philippe Dubois, Knut Feldmann, Christopher Gilpin, Jean Iragena, Paul Jensen, Moses Joloba, Jean Joly, Sang Jae Kim, Scott Kreitlein, Shanna Nesby, CN Paramasivan, Nicoletta Previsani, John Ridderhof, Thomas M Shinnick, Andrew Ramsay, Peter van’t Erve, Veronique Vincent, Karin Weyer. The following were part of the technical review panel convened at WHO’s Headquarters, 22–23 August 2011, Geneva, Switzerland: Heather Alexander, Pawan Angra, Daniela Cirillo, Gerrit Coetzee, Edward Desmond, Maria Alice da Silva Telles, Sara Irène Eyangoh, Knut Feldmann, Christopher Gilpin, Rumina Hasan, Jean Iragena, Moses Joloba, Fuad Mirzayev, Satoshi Mitarai, Richard O’Brien, Daniel Orozco, CN Paramasivan, Nicoletta Previsani, Leen Rigouts, Thomas M Shinnick, Akos Somoskovi, Magdi Samaan, Wayne van Gemert, Elsie Van Schalkwyk. The writers also wish to acknowledge the original contributions of the many professionals who worked on WHO’s Laboratory biosafety manual, 3rd edition, from which portions of this document have been adapted. Development and publication of this document have been made possible with ﬁnancial support from the United States Agency for International Development (USAID) and the United States Centers for Disease Control and Prevention.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

vii

Abbreviations ACH AFB BSC DST HEPA MDR-TB XDR-TB Air exchanges per hour Acid-fast bacilli Biological safety cabinet Drug-susceptibility testing High-efﬁciency particulate air Multidrug-resistant tuberculosis Extensively drug-resistant tuberculosis

Deﬁnitions of terms Aerosol-generating procedure High-risk procedures that may increase the potential for generating droplet nuclei as a result of the mechanical force of the procedure (for example, pipetting, vortexing, centrifuging or mixing). The transmission of disease caused by dissemination of droplet nuclei that remain infectious when suspended in air. The number of laboratory room volumes of air expelled per hour and replaced with clean air. A small room leading from one part of a laboratory into another part (for example, leading into a TB-containment laboratory). The use of a combination of administrative controls, containment principles, laboratory practices and procedures, safety equipment, emergency preparedness, and laboratory facilities to enable laboratory staff to work safely with infectious microorganisms. Dried-out residue of droplets <5 µm in diameter. Air removed from a laboratory and not recirculated. Good microbiological technique includes aseptic techniques and other practices that are not uniformly deﬁned but are necessary to prevent contamination of the laboratory with the agents being handled and to prevent contamination of the work with agents from the environment. Anything that has the potential to cause harm, regardless of how likely or unlikely such an occurrence might be.

Airborne transmission

Air changes per hour (ACH)

Anteroom

Biosafety management plan

Droplet nuclei Expelled air (extraction) Good microbiological technique

Hazard

viii

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Hybrid ventilation

A combination of both mechanical and natural ventilation (also called mixed-mode ventilation). A particulate suspension of infectious agents that has the potential to be inhaled and cause infection. Laboratory coats usually have long sleeves and fasten in the front. These should be worn when working in settings where there is a low risk or moderate risk of tuberculosis (TB). These gowns should be long sleeved with an elasticised cuff (at least 30mm long) and fasten at the back. Different sized gowns should be available for staff. Gowns should be used when staff work in settings where there is a high risk of TB. When the laboratory technician is standing, the gown must extend below the height of the workbench; the gown should fully cover the technician’s lap when he or she is sitting. The use of natural forces to introduce and distribute outdoor air into and out of a laboratory. A mechanical ventilation system uses an exhaust fan to extract air from the laboratory. A plenum is a space in the upper section of a biological safety cabinet where a portion of the air is exhausted from the cabinet and the remainder supplied to the work area. A combination of the likelihood and consequences of an event related to a speciﬁc hazard. The process of evaluating the risk or risks arising from a hazard or hazards, taking into account the adequacy of existing control measures; the process also includes deciding whether the risk is acceptable. A process that kills all classes of microorganisms and spores. Ventilation brings outdoor air into a building or a laboratory room and distributes air through the laboratory. For biosafety measures, the purpose of ventilation in buildings is to provide healthy air for breathing by diluting with clean air any potential aerosols generated in the laboratory, and by providing an airﬂow rate that exchanges air at a given rate.

Infectious aerosol

Laboratory coats

Laboratory gowns

Natural ventilation

Mechanical ventilation system

Plenum

Risk

Risk assessment

Sterilization Ventilation

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Introduction Laboratory biosafety is the process of applying a combination of administrative controls, containment principles, practices and procedures, safety equipment, emergency preparedness, and facilities to enable laboratory staff to work safely with potentially infectious microorganisms; biosafety also aims at preventing unintentional exposure to pathogens or their accidental release. This manual describes the minimum biosafety measures that should be implemented at the different levels of tuberculosis (TB) testing laboratories to reduce the risk of a laboratoryacquired infection. The recommendations and approaches in this manual should not replace a country’s existing biosafety guidance when speciﬁc requirements already exist for TB laboratories and procedures. Rather, this manual should be used by laboratory directors, managers, biosafety professionals and programmes to inform and guide the implementation of the minimum requirements for individual laboratories and laboratory networks that perform laboratory testing and procedures associated with TB diagnosis. Risk assessment is an approach that promotes the consideration of risk and the development of appropriate biosafety practices in laboratories based on the unique combination of test procedures, staff expertise and facilities present in each laboratory. While risk assessment is optimally performed at the level of the individual laboratory, this may not be possible, especially in the tens of thousands of peripheral laboratories that perform relatively lower risk procedures in countries that have a high burden of TB and limited resources for local support and oversight. This manual therefore provides pragmatic recommendations for networks of TB laboratories, and focuses on speciﬁc procedures, such as microscopy, culture, drugsusceptibility testing (DST) and molecular testing. Process of developing the biosafety manual This manual on biosafety for TB laboratories is adapted from the WHO’s Laboratory biosafety manual, 3rd edition.2 The contents have been shaped by the outcomes of a technical consultation between the World Health Organization (WHO) and the United States Centers for Disease Control and Prevention (CDC) (September 2008), a WHO Expert Group meeting on biosafety as it relates to diagnostic procedures for TB in the laboratory (April 2009) and the consensus achieved by an independent external review (August 2011). The manual focuses on addressing the speciﬁc needs of TB-control programmes, and facilitating the implementation of effective biosafety measures tailored to multi-tiered TB laboratory systems. At the same time, this manual should be read in conjunction with WHO’s Laboratory biosafety manual since general aspects of laboratory biosafety are covered in that manual, such as the handling of hazardous chemicals not speciﬁc to a TB laboratory, ﬁre and other hazards, the transport of infectious substances, and training. The Expert Group meeting An Expert Group meeting was convened by WHO in Geneva, Switzerland. Only participants who attended the meeting in person took part in the initial discussion and follow-up discussions where recommendations were made. Individuals were selected to join the Expert Group to represent and balance important perspectives necessary for formulating guidance on laboratory biosafety speciﬁcally related to TB. The Expert Group included technical experts, end-users, manufacturers of biological safety cabinets, and biosafety professionals. (Members of the group are listed in Annex 1.)

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Declarations of Interest Members of the Expert Group completed Declarations of Interest. Their responses can be found in Annex 2. These were reviewed by WHO’s legal department prior to the meeting, and the statements were summarized by the chair of the Expert Group at the start of the meeting. Representatives from two companies (Peter van’t Erve and Scott Kreitlein) were declared to have signiﬁcant conﬂicts of interest, and were granted observer status; they did not participate in the development of any recommendations in this manual. External peer review process An external technical review of this manual was convened at WHO’s Headquarters. Partners’

concerns were addressed where possible and thus informed the manual. A list of people who participated in the peer review process is given in Annex 3. Rationale and process The rationale for deviating from previous guidance is explained in the next section. In addition, text boxes with the heading “Expert Group Recommendation” are used to explain where and why current recommendations differ from WHO’s Laboratory biosafety manual. The process for synthesizing the evidence and developing these guidelines was reviewed and approved by WHO’s Guidelines Review Committee1 in May 2012.The target date for the next review is 2017.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

How this manual differs from WHO’s Laboratory biosafety manual, 3rd edition Procedural risk assessment for TB laboratory networks WHO’s Laboratory biosafety manual2 recommends conducting risk assessments for each individual laboratory to identify appropriate practices, approaches and precautions. This manual differs by providing pragmatic recommendations based on laboratory procedures used speciﬁcally to diagnose TB and that are typically conducted by different levels of TB services. These recommendations should guide national TB reference laboratories that manage national or regional networks of TB laboratories towards a better understanding of the risks associated with performing certain procedures; the recommendations should also enable national reference laboratories to implement appropriate biosafety practices within suitable facilities, and ensure that adequately trained staff perform a standard range of diagnostic tests for TB. In many resource-limited high-burden settings, there is insufﬁcient biosafety expertise available to enable national programmes to conduct individualized risk assessments for all laboratories. To assist these programmes, a consultative, consensus-building process was followed to assess the risks usually found in TB laboratories in these settings, and to develop minimum standards to ensure that laboratory testing for TB is conducted safely. Standards used to develop the guidelines In 2008, the European Committee for Standardization published laboratory biorisk management standard CWA 15793,3 which highlighted the key factors that need to be considered to successfully establish and implement a biorisk management system. The standard supports the use of a risk-based approach and does not use risk classiﬁcations for biological agents or laboratory safety, or the containment levels as described in WHO’s Laboratory biosafety manual. The principles established in CWA 15793 were used to develop this biosafety manual and provide guidance on the minimum requirements for TB facilities conducting diagnostic procedures. Use of risk-group classiﬁcations The Laboratory biosafety manual recommends that countries draw up national or regional classiﬁcations of microorganisms by risk group. A risk-group assignment for a pathogen may vary by geography or by strain because of differences in the epidemiological characteristics of the pathogen in a community or the risk of a laboratory-acquired infection. It is important to recognize that individuals in a laboratory may differ in their susceptibility to developing TB if they become infected, and that only a small fraction of infected individuals develop active disease over their lifetime.4 Individuals with reduced immunity, such as that due to HIV infection or pregnancy, may be at a higher risk of developing TB, and additional precautions may be necessary. Consequently, and in accordance with standard CWA 15793, this manual takes a risk-based approach that does not use risk classiﬁcation for biological agents or laboratory safety, or the containment levels as described in the Laboratory biosafety manual. Designation of biosafety level The Laboratory biosafety manual describes a four-tier classiﬁcation system of biosafety. Biosafety levels are based on the composite of the design features, construction, containment facilities, equipment, practices, and operational procedures required for working with agents from various risk groups. It is often erroneously assumed

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

that a microorganism assigned to a particular risk group (for example, Risk Group 3) requires a laboratory of an analogous biosafety level (that is, Biosafety Level 3) for work to be conducted safely. However, a higher level or lower level of biosafety may be more appropriate based on the speciﬁc procedure being performed and other factors (see Chapter 1 in this manual). The Laboratory biosafety manual states that the biosafety level assigned to the speciﬁc work being done is driven by professional judgement based on an assessment of the risk rather than by automatic assignment of a laboratory biosafety level according to the particular risk group assigned to a pathogenic agent. The approach developed in this manual builds on the guidance in the Laboratory biosafety manual and uses a procedural approach to risk assessment. TB is predominantly an airborne infection.4 Rather than assigning a particular biosafety level to certain procedures, this manual deﬁnes the minimum requirements necessary to mitigate risks associated with performing a particular procedure, taking into consideration the risk of aerosolization, the facilities available, and the equipment, practices and procedures required to limit infection. Mitigating the risks Using biological safety cabinets Laboratory-acquired infections often result from the unrecognized production of infectious aerosols containing tubercle bacilli. For laboratories conducting TB testing, the most important hazard (or risk) is the generation of infectious aerosols since infection with Mycobacterium tuberculosis occurs primarily through the inhalation of infectious aerosols, although it can also occur through direct inoculation or ingestion. Infectious aerosols may be generated during the manipulation of liquids containing tubercle bacilli. After settling on surfaces, droplet nuclei are not reaerosolized and are considered noninfectious.5,6,7 That is, M. tuberculosis bacteria are usually transmitted only through air, not by surface contact.8

Two important considerations in evaluating the risk of aerosolization are the bacillary load of the materials being manipulated and the likelihood of generating infectious aerosols from the material. For sputum specimens (the most common specimen investigated for TB), the bacillary load ranges from 0 (this is the case for up to 90% of diagnostic samples) to 103 -104/ml in a sputum specimen with a scanty smear grading, to 106/ml in a sample with a 3+ grading.9 In a culture grown from sputum specimens, the bacillary load may exceed 108/ ml. Due to the viscosity of sputum specimens, the likelihood of generating an infectious aerosol while manipulating such specimens is much lower than the likelihood of generating an infectious aerosol from a liquid culture. Consequently, the risk associated with manipulating a direct sputum sample is signiﬁcantly less than that associated with handling cultured material. This manual differs from WHO’s Laboratory biosafety manual in concluding that biological safety cabinets (BSCs) are not mandatory when performing direct sputum-smear microscopy. The Expert Group recognized that infections with M. tuberculosis are a proven risk to laboratory personnel as well as others who may be exposed to infectious aerosols generated by certain procedures. There remains limited evidence on the risks associated with speciﬁc procedures in the TB laboratory. A retrospective study in Korea10 showed that the relative risk of becoming infected with TB for technicians performing direct acid-fast bacilli (AFB) smear microscopy compared with the general population was 1.4 (95% conﬁdence interval [CI], 0.2–10.0); the risk was 21.5 (95% CI 4.5–102.5) for technicians performing drugsusceptibility testing (DST). The Expert Group concluded that BSCs are not mandatory for performing direct sputum-smear microscopy. The Expert Group found that with good microbiological technique, direct sputum-smear microscopy entails a low risk of generating infectious aerosols, and such procedures may therefore be performed on an open bench, provided that adequate ventilation can be assured. This recommendation is consistent with previous guidance.11,12

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Risk assessment and the classiﬁcation of TB laboratories • the workload of the laboratory and individual staff members; • the location of the laboratory; • the epidemiology of the disease and the patient population served by the laboratory; • the level of experience and the competence of the laboratory’s technicians; • the health of the laboratory’s workers (especially HIV-positive technicians). In addition, the ability of laboratory staff to control hazards must be considered. Their ability will depend on the competence, technical proﬁciency, and microbiological practices of all laboratory technicians; the operational integrity of containment equipment; the facility’s safeguards; and the availability and proper use of appropriate standard operating procedures. Box 1 provides details on conducting a procedural risk assessment. Table 1 and Table 2 summarize the considerations used to assess risks for TB laboratories in general, and risks associated with performing different procedures in TB laboratories. These considerations were used by the Expert Group to determine the minimum biosafety requirements necessary for performing different procedures in TB laboratories. The laboratory manager is responsible for ensuring that the minimum biosafety precautions are implemented as described in this manual, and that appropriate standard operating procedures, equipment and facilities are available to support the work being undertaken. The laboratory’s biosafety precautions should be reviewed periodically and revised when necessary, particularly after new procedures or techniques are introduced. To ensure the safest possible conduct of work, the results of risk assessments should dictate the appropriate laboratory equipment, personal

1.1 Risk assessment for TB laboratories: what is it? The four-tier classiﬁcation system of biosafety levels (1–4) described in WHO’s Laboratory biosafety manual2 provides broad guidance on basic concepts of biosafety for the development of national and international codes of practice. The challenge for managers of TB programmes and staff at laboratories, particularly in resource-limited settings, has been to interpret the generic risk-group assignments and biosafety levels into speciﬁc precautions relevant to a country’s activities. As a result, the use of biosafety levels 1–4 when describing the needs of TB laboratories has led to confusion about what precautions are necessary. Decisions about which are the most appropriate biosafety measures for a speciﬁc laboratory should be undertaken using an approach based on risk assessment that considers the different types of procedures performed by the laboratory. Risk assessments require careful judgement: on the one hand, underestimating risks may lead to biosafety hazards but, on the other hand, safeguards that are more rigorous than actually needed may impose unnecessary burdens – both ﬁnancial and in terms of human resources – on a laboratory’s staff and management. The risk-assessment approach for a TB laboratory considers: • the bacterial load of materials (such as sputum specimens and cultures), and the viability of TB bacilli; • route of transmission of TB; • whether the material handled and the manipulations required for each procedure are likely to generate infectious aerosols; • the number of manoeuvres for each technique that may potentially generate aerosols;

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

protective equipment and design features of the facilities which need to be incorporated into the standard operating procedures for each procedure undertaken in the laboratory,

1.3 Determining risks Risk is the combination of the likelihood that a speciﬁc hazard will be encountered and the consequences of an event related to that speciﬁc hazard. Risks should be identiﬁed and categorized, and a determination should be made about which risks need to be controlled or minimized. The analysis of aerosolization risks described in this manual has led to the development of minimum biosafety requirements necessary for performing different procedures in TB laboratories.

1.2 Hazard identiﬁcation A hazard is anything that has the potential to cause harm, regardless of how likely or unlikely it might be to occur. A hazard may be a physical situation (such as a ﬁre or explosion), an activity (such as pipetting) or a material (such as aerosols containing infectious bacilli). Unless hazards are identiﬁed effectively, it is not possible to accurately assess the risks associated with the facility and its activities.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Box 1. How to conduct a procedural risk assessment for a tuberculosis (TB) laboratory The evaluation of risk is a subjective process requiring consideration of the hazardous characteristics of microorganisms and procedures; sometimes, judgements are based on incomplete information. A risk assessment is simply a careful examination of what in your work could cause harm to people; this assessment allows you to weigh up whether you have taken enough precautions or should do more to prevent harm.13 Laboratory workers and others have a right to be protected from harm caused by a failure to take reasonable control measures. While there is no standard approach for conducting a risk assessment, the following steps can be used to guide the process. 1. Identify the inherent hazards. Different strains of TB carry different levels of individual and community hazards. Drug-resistant strains of TB, in particular multidrug-resistant (MDR)a and extensively drug-resistant (XDR)b strains, carry higher risks due to the greater harm that would be caused to an individual who became infected since treatments may be limited or less effective. Laboratories working with strains that are more likely to be drug resistant, whether due to the selection of patients or the prevailing epidemiological situation, should consider establishing higher level precautions. 2. Decide who might be harmed and how. The main procedural risks in a TB laboratory are related to the generation of aerosols that could be inhaled by laboratory workers. These aerosols are associated with certain procedures, and may be more likely to be generated depending on the frequency of testing or the workload, the consistency of the material and its predisposition to aerosolize (for example, viscous liquids versus dry solids), the bacillary load of the materials, and the viability of the bacilli. It is also important to recognize that individuals in the laboratory may differ in their susceptibility to TB. Individuals with reduced immunity – caused by certain medications, HIV infection or pregnancy – may be at higher risk of becoming infected with TB. If individuals with impaired immunity work in a TB laboratory, it is important to consult with an occupational physician knowledgeable about TB. 3. Evaluate the risks and decide on precautions. a. Determine the suitability of the physical structure. The ﬁnal determination of the appropriate level of TB risk and of any additional precautions that may be necessary requires a comprehensive understanding of the practices, safety equipment and safeguards in the facility. If a risk assessment indicates there is a need to alter the safeguards speciﬁed for the selected level of TB risk, a professional with experience in biorisk management should validate this judgement independently and provide the laboratory manager with relevant information and recommendations before the facility’s secondary barrier is strengthened. b. Evaluate the staff’s proﬁciency in following safe practices. The protection of laboratory workers and others associated with the laboratory will depend ultimately on the laboratory workers themselves. In conducting a risk assessment, the laboratory manager should ensure that workers have acquired technical proﬁciency in using good microbiological practices and the equipment required for the safe handling of potentially infectious material, and that they have developed habits that sustain excellence while performing these practices. Ensuring that a person is competent, has experience in handling infectious agents, is proﬁcient in using aseptic techniques and biological safety cabinets (BSCs), has the ability

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

to respond to emergencies, and is willing to accept responsibility for protecting himself or herself and others offers important assurance that a laboratory technician is capable of working safely. c. Evaluate the integrity of safety equipment. The laboratory manager should ensure that the necessary safety equipment is available, has been certiﬁed to be operating properly by a qualiﬁed professional, and is routinely checked for integrity. For example, a BSC that has not been certiﬁed represents a potentially serious risk to the workers who use it and to others in the laboratory. In addition, laboratory workers should be trained to perform simple daily checks to ensure that equipment in the laboratory is functioning properly. For example, they should check that the caps on the centrifuge buckets are not cracked and that O-rings are in place and undamaged. Simple daily checks should be performed on BSCs to ensure that air is ﬂowing correctly into each cabinet. 4. Record your ﬁndings and implement them. The ﬁndings of the risk assessment and the precautions that need to be taken should be documented as part of all standard operating procedures. The results of the risk assessment will show that a proper check was made, and persons at risk because they perform particular procedures will have been identiﬁed. Although hazards such as producing aerosols cannot be completely eliminated in the TB laboratory, reasonable precautions that leave only a low residual risk must be implemented. 5. Review your assessment and update it if necessary. Potentially risky procedures and practices should be reviewed periodically; this should become standard protocol in order to promote and ensure safe laboratory practices. Biosafety precautions already in place should be reviewed at least annually; they should be revised when necessary following a risk assessment, and always after the introduction of a new procedure or technique. a b

MDR-TB: This refers to TB caused by strains of Mycobacterium tuberculosis that are resistant to at least isoniazid and rifampicin. XDR-TB: This refers to MDR-TB in which the organism is also resistant to a ﬂuoroquinolone and at least one second-line injectable agent (amikacin, kanamycin or capreomycin).

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Table 1. Factors to be considered when conducting a procedural risk assessment to determine the precautions needed for laboratories receiving samples for tuberculosis (TB) testing Factors relevant to all TB laboratories Pathogenicity Considerations Untreated TB has a mortality rate of 30–50%; about 30% of persons with prolonged exposure to an infectious TB case become infected; 5–10% of infected persons develop TB Inhalation of infectious droplet nuclei

Primary route of transmission

Secondary routes of transmission (uncommon Ingestion, direct inoculation in laboratory) Stability Infectious dose Tubercle bacilli can remain viable for extended periods in the environment Estimated to be 10 bacilli by inhalation for humans;a in animal studies, infectious doses range from 1 organism to 1000 organisms, depending on the susceptibility of the species

Susceptibility of immunocompetent persons to 5–10% of infected immunocompetent persons developing TB develop TB during their lifetime Susceptibility of immunocompromised persons 5–10% of infected immunocompromised persons to developing TB develop TB per year Risk of community-acquired TB in high-burden High settings Effective vaccine No, none available

Effective treatment for strains susceptible to Yes different medicines Effective treatment for MDR strains Effective treatment for XDR strains Yes, but more difﬁcult to treat than susceptible strains Few treatment options

MDR, multidrug-resistant; XDR, extensively drug-resistant. Number extrapolated from animal studies.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Table 2. Factors to be considered when conducting a risk assessment to determine the precautions needed for speciﬁc procedures performed in different levels of tuberculosis (TB) laboratory Factors that vary according to procedure or type of laboratory Procedure Direct sputum-smear microscopy 1.4 (0.2–10.0) Variable Uncertain but assumed high Low Processing specimens for culture 7.8 (1.7–34.9) Variable Processing can kill 90% of TB bacilli Moderate Manipulate cultures, DST 22 (4.5–102.5) Uniformly high: >108/ml High

Relative risk (95% CI) of laboratory-acquired TB in laboratory staff compared with nonlaboratory workers10 TB bacillary load of materials manipulated Viability of TB bacilli

Likelihood that the manipulations required for each procedure are prone to generating infectious aerosols9,10 CI, conﬁdence interval; DST, drug-susceptibility testing. Based on their assessment of the procedural risks usually encountered in TB laboratories in resourcelimited high-burden settings, the Expert Group developed minimum requirements needed to ensure safety for staff conducting different procedures used to diagnose TB. Whenever possible, every laboratory should conduct their own risk assessment to determine which additional measures need to be put in place to provide suitable protection to their laboratory technicians. The recommendations described in this document are meant to inform national policies and do not supersede or replace any national rules or regulations. The minimum requirements needed to reduce risks in TB laboratories are described in chapters 3, 4 and 5.

High

earlier, thoroughly investigating incidents or accidents and implementing preventive measures, and ensuring that adequate resources are provided to maintain the necessary level of precautions. Documenting the risk assessment process and identifying mitigation measures are integral and important steps to ensure that biosafety measures selected and implemented are constantly improved. The following events should trigger either a new procedural risk assessment or review of an existing one: • commencement of new work or changes to the programme of work, or alterations to workﬂow or volume; • new construction of or modiﬁcations to laboratories, or the introduction of new equipment; • altered stafﬁng arrangements (including the use of contractors and other non-core personnel, or the need to accommodate visitors);

1.4 Monitoring risks and mitigation measures The laboratory manager should conduct regular audits to monitor risks and control measures. These can be done by reviewing reports of corrective actions taken after problems were identiﬁed

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

• alterations to standard operating procedures or working practices (for example, changes in disinfection or waste management protocols, provision of personal protective equipment and its use, changes to entry or exit protocols); • an incident in the laboratory (for example, a major spill); • evidence of or suspicion of a laboratoryacquired infection; • consideration of emergency responses and contingency planning requirements; • the existing management system review process (for example, annually or at other appropriate and predetermined frequencies).

1.6 Classiﬁcation of TB laboratories TB laboratory facilities can be classiﬁed into three main levels of procedural risk, based on the activities being performed and their associated risks: • low TB risk • moderate TB risk • high TB risk (such as a TB-containment laboratory). The probability of aerosols being generated is a key factor to consider in determining the level of risk and the necessary mitigation or control measures. Direct sputum-smear microscopy, when performed using good microbiological techniques, entails a low risk of generating infectious aerosols, and this procedure may therefore be performed on an open bench, provided that adequate ventilation can be assured. Guidance and recommendations for safe practices to be followed when performing directsmear microscopy have been described in WHO’s guidelines on laboratory services for TB control.11,12 Procedures that liquefy specimens – such as those used during specimen digestion and processing for culture inoculation, direct DST or direct line-probe assays – have an increased risk of generating aerosols when compared with other techniques even when good microbiological technique is used; thus, these procedures should be performed in a BSC. Manipulation of cultures for indirect DST or line-probe assays involves procedures where a high concentration of bacilli are present and a high risk of aerosol generation exists; such activities must be performed in a BSC within a TBcontainment laboratory. The appropriate activities, the assessment of procedural risk, and the minimum level of precautions required for the different levels of TB laboratories are presented in Table 3.

1.5 Employee occupational programme

health

Employee occupational health programmes should promote a safe and healthy workplace. This is accomplished by minimizing any exposures, promptly detecting and treating exposures, and using information gained from laboratory incidents and accidents to enhance safety precautions. A baseline medical checkup and provision for regular follow-up should be considered for all staff prior to commencing work in the TB laboratory. The medical personnel providing occupational health services should be knowledgeable about the nature of potential health risks in TB laboratories and have access to experts for consultation. Medical services should be readily available to allow timely and appropriate evaluation and treatment.

EXPERT GROUP RECOMMENDATION The Expert Group noted that WHO’s Laboratory biosafety manual2 recommends that a biological safety cabinet be used whenever infectious samples are handled. The Expert Group found that with good microbiological technique, direct sputum-smear microscopy entails a low risk of generating infectious aerosols, and this procedure may therefore be performed on an open bench, provided that adequate ventilation can be assured. This recommendation is consistent with previous guidance.11,12

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Collecting sputum specimens from patients is potentially hazardous and should not be performed in the laboratory. A well ventilated

area that is separate from the laboratory should be identiﬁed for sputum collection. This area should preferably be outdoors.

Table 3. Risk precaution levels, associated laboratory activities and risk assessment for tuberculosis (TB) laboratories Risk level of TB laboratorya Low risk Laboratory activities Assessment of risk

Low risk of generating infectious Direct sputum-smear microscopy; preparation of specimens for use in an aerosols from specimens; low concentration of infectious particles automated nucleic acid ampliﬁcation test cartridge (such as the Xpert MTB/ RIF assay) Processing and concentration of specimens for inoculation on primary culture media; direct DST (for example, line-probe assays on processed sputum) Culture manipulation for identiﬁcation; DST or line-probe assays on cultured isolates Moderate risk of generating infectious aerosols from specimens; low concentration of infectious particles High risk of generating infectious aerosols from specimens; high concentration of infectious particles

Moderate risk

High risk (TB-containment laboratory)

DST, drug-susceptibility testing. a The risk level refers to how likely it is that someone in the laboratory will become infected with TB as a result of procedures performed in the laboratory.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Essential biosafety measures for TB laboratories • Only authorized persons should be allowed to enter the laboratory’s working areas. • Children should not be authorized or allowed to enter the laboratory’s working areas.

All TB laboratories, regardless of the procedures being undertaken, should enact a set of essential biosafety measures to minimize risks. These measures affect: 1. 2. 3. 4. 5. 6. codes of practice equipment laboratory design and facilities health surveillance training waste handling.

2.1.2 Responsibilities of the laboratory manager • It is the responsibility of the laboratory manager to ensure that a biosafety management system is developed and adopted, as well as a safety or operations manual and a set of standard operating procedures. • The manager should ensure that staff are trained and their technical competence evaluated for performing different procedures. • Personnel should be advised of special hazards and be required to read the safety (or operations) manual as well as follow standard practices and procedures. The manager should make sure that all personnel have read the appropriate manuals and have signed a statement declaring that they have understood them. A copy of the most recent safety or operations manual, with its date of issue, should be available in the laboratory. • Systems for heating, ventilation, air and containment (directional airﬂow) must have a permanent maintenance plan to ensure they always function properly.

Depending on the speciﬁc tests conducted by the laboratory and the results of a procedural risk assessment, additions and modiﬁcations to the measures described below may be made to accommodate different levels of risk. (See Chapters 3, 4 and 5 for more details.).

2.1 Codes of practice A code of practice describes the laboratory practices and procedures essential for implementing good (that is, safe) microbiological technique. The laboratory manager should use the code of practice to develop written descriptions of procedures that should be followed to perform work safely. This safety or operations manual should also identify known and potential hazards, and specify practices and procedures to minimize the risks associated with such hazards. Specialized laboratory equipment should always be accompanied by, but can never replace, appropriate procedures and good microbiological technique. The most important concepts to be included in codes of practice are outlined below.

2.1.3 Personal protective equipment • Protective laboratory clothing must be worn at all times while staff are working in the laboratory. Protective clothing must not be worn outside the laboratory area (for example, in canteens, coffee rooms, ofﬁces, libraries, staff rooms and toilets). Laboratory coats and gowns must be stored separately from personal clothing. Clean

2.1.1 Laboratory access • The international biohazard warning symbol and sign must be displayed on the laboratory door.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

gowns and used gowns must be stored in different areas of the laboratory. Laboratory coats and gowns should be changed at least weekly, but laundering should not occur at home. • Laboratory gowns should have long sleeves and elasticized cuffs (at least 30 mm long); they should fasten at the back. Different sizes of gowns should be available for staff. Gowns must be worn when working in a laboratory where there is a high risk of TB infection. • Laboratory coats usually have long sleeves and fasten in the front. Different sizes of laboratory coats should be available for staff. • Gloves must be worn for all procedures that involve direct contact, or may involve accidental contact, with sputum, blood, body ﬂuids and other potentially infectious materials. After use, gloves should be removed aseptically and hands washed. • Personnel must wash their hands after any overt contamination, after completing work during which infectious materials were handled, and always before they leave the laboratory’s working areas. Personnel should thoroughly lather their hands with soap, using friction, for at least 15 seconds; rinse them in clean water; and dry them using a clean paper towel. Automated or hands-free taps (faucets) are preferable. However, where these are not available, a paper towel should be used to turn off the tap to avoid recontaminating clean hands. • Eating, drinking, smoking, applying cosmetics and handling contact lenses are prohibited in the laboratory. • Storing food or drink anywhere in the laboratory’s working areas is prohibited. • Open-toed footwear must not be worn in the laboratory. • Mobile telephones should not be used in the laboratory.

2.1.4 Procedures • All procedures must be performed in such a way as to minimize or prevent the formation of aerosols and droplets (see Box 2). • Mouth pipetting must be strictly prohibited. • No materials should be placed in the mouth. All labels used in the laboratory must be self-adhesive. • The use of needles and syringes should be limited, and they should never be used as a substitute for pipetting. • Written documentation that may be removed from the laboratory must be protected from contamination. • All contaminated materials, specimens and cultures must be decontaminated appropriately before disposal or cleaning for reuse. • All accidents, spills and potential exposures to infectious materials must be reported to the laboratory manager. Records of such incidents and corrective actions taken need to be maintained for future prevention. • Standard operating procedure for handling accidents and spills must be developed and be available in the laboratory. Practical training must be provided at least annually to ensure the procedure is adopted and becomes an automatic response. • Packing and transportation of samples must follow applicable national or international regulations. • Standard operating procedures must be developed and staff trained to be competent in their use. Manuals explaining the procedures must be readily available in different parts of the laboratory. Procedures should be reviewed annually. Standard operating procedures should include details of risk assessments, and the mitigation and control measures identiﬁed and implemented.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Box 2. How to minimize the production of aerosols The use of engineering controls (for example, biological safety cabinets [BSCs] and room ventilation) and personal respiratory protection (such as respirators) can help prevent laboratoryacquired tuberculosis (TB) infections associated with the inhalation of infectious aerosols. However, the most important consideration in reducing the risk of infection in the laboratory is to minimize the production of aerosols. Some of the practical steps for reducing the creation of aerosols are applicable to all TB laboratories, while others are applicable only to laboratories considered to be moderate risk or high risk. For all laboratories • When preparing smears, wooden sticks or disposable loops are preferable rather than reusable loops, which need to be heat sterilized. • If a reusable loop is used, it should be heat sterilized in an enclosed microincinerator or a Bunsen burner. Reusable loops should be cleaned using a sand-alcohol jar before sterilization. • When preparing a smear using a stick or loop, move it slowly and smoothly to avoid creating an aerosol. • Do not move or heat-ﬁx smears until they have been completely air-dried. For moderate-risk and high-risk TB laboratories • Do not forcibly expel infectious liquids from a pipette. • Do not forcibly expel air from a pipette into potentially infectious liquids. • When using a pipette to add a reagent to a potentially infectious liquid, place the pipette against the inner wall of the container and gently expel the ﬂuid. • Always avoid disrupting a bubble or ﬁlm in an open culture tube. This may be avoided by replacing the cap, gently tapping the top of the tube, setting the tube aside and allowing any generated aerosols to settle before reopening. • When centrifuging a specimen or culture, do so in a sealed safety cup or sealed rotor to avoid releasing an aerosol into the centrifuge and laboratory. Always open safety cups or sealed rotors inside a BSC. • Following centrifuging, vortexing, or shaking specimens or cultures, place containers inside the BSC and leave them undisturbed for at least 10 minutes to allow aerosols to settle before opening. • Never vortex an open tube; always ensure that screw caps are securely fastened to tubes before vortexing or shaking. Do not vortex tubes with cotton plugs or rubber stoppers. • Do not mix or suspend infectious materials by repeatedly ﬁlling and fully emptying a pipette. • Allow vortexed tubes to stand for 10–15 minutes to minimize the spread of aerosols, especially if the tubes contain high concentrations of TB bacilli. • Ensure that when decanting liquids, tubes are held on an angle so that the liquid runs down the side of the tube or discard container to minimize any splashes. • Only insert the disposable tip of a micropipette into a tube or container, NEVER insert the barrel of a micropipette.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

2.1.5 Work areas • The laboratory should be divided into “functionally clean” and “potentially contaminated” areas, with the clean areas reserved for administrative and preparatory work. Access to the clean areas and the contaminated areas must be controlled and enforced by the laboratory’s manager. • The laboratory should be kept neat, clean and free of materials and equipment not used for performing routine work. Equipment and materials that are not being used or that do not work should be removed from work areas. • Work surfaces must be decontaminated after any spill of potentially infectious material and at the end of each work session. (See the section on spills in Chapter 8 for additional information.)

7. In laboratories where the risk of infection is considered to be moderate or high, the BSC provides the primary containment of infectious aerosols generated by certain procedures.

2.3 Design and facilities The proper design and construction of laboratory facilities contributes to the protection of all laboratory workers and provides a barrier that protects the community from TB aerosols that may be created with the laboratory. Speciﬁc features of the laboratory, including separated laboratory areas and a ventilation system, are secondary containment measures. The secondary barriers that are recommended for a laboratory depend on the procedures conducted and their associated risk of transmission. In a low-risk TB laboratory, secondary barriers include separating the laboratory’s work area from the public, ensuring proper waste disposal, and providing hand washing facilities. In a highrisk TB laboratory, the presence of an anteroom separating the laboratory from public areas serves as an additional secondary barrier. Laboratory managers are responsible providing facilities commensurate with laboratory’s functions and risk level. for the

2.2 Equipment Equipment should be selected to take certain general principles into account – that is equipment should be: • designed to prevent or limit contact between the operator and the infectious material; • constructed of materials that are impermeable to liquids and resistant to corrosion; • fabricated to be smooth and without sharp edges and unguarded moving parts; • designed, constructed and installed to facilitate simple operation, and provide for easy maintenance, cleaning, decontamination and certiﬁcation testing; glassware and other breakable materials should be avoided, whenever possible. In addition to the speciﬁc equipment needed for laboratories with different risk levels (described in Chapters 3, 4 and 5) more information on BSCs is given in Chapter 6, and information on other safety equipment is given in Chapter

When designing a TB laboratory, special attention should be paid to common issues that are known to pose safety problems, including the use of permeable surfaces, overcrowding in work areas, the ability of unauthorized people to enter the laboratory, the ﬂow of personnel and patients near or inside the laboratory, and poorly designed workﬂow. The following list identiﬁes the basic recommended design features of a TB laboratory. • Adequate ventilation and directional airﬂow are required. • Ample space must be provided for the safe conduct of laboratory work, and for cleaning and maintenance.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

• Walls, ceilings and ﬂoors should be smooth and easy to clean. Floors should be slipresistant. • Bench tops should be impervious to water, and resistant to the chemicals and disinfectants normally used in the laboratory; they should also be impervious to moderate heat. • Illumination should be adequate for all activities. Undesirable reﬂections and glare should be avoided. Curtains must not be used. • Laboratory furniture should be sturdy. Furniture should be made of impervious materials and able to be decontaminated easily. No clothcovered furniture should be used. • Open spaces between and under benches, cabinets and equipment should be accessible for cleaning. • Storage space must be adequate to hold supplies for immediate use and prevent clutter on bench tops and in corridors outside the laboratory. Additional space for long-term storage should be provided and located conveniently outside work areas. • An area for the safe preparation, handling and storage of acids, stains and solvents should be established. • Facilities for storing outer garments and personal items should be provided outside work areas. • Facilities for eating and drinking, and for rest, should be provided outside work areas. • A sink for handwashing and soap should be provided in each room in the laboratory, preferably near the exit. Automated or handsfree taps are recommended. A dispenser for paper towels should be near the sink. • Laboratory doors should have a glass window panel and appropriate ﬁre ratings; they should be self-closing.

• There should be a reliable and adequate electricity supply.

2.4 Training Human error and poor technique can compromise the best safeguards put in place to protect laboratory workers. Well informed, competent and safety-conscious staff are essential for preventing laboratory-acquired infections, incidents and accidents. All staff should have safety training; this should include reviewing the code of practice and the practices and procedures incorporated into the safety manual. The laboratory manager should ensure that staff are trained, and that their technical competence in performing different procedures is evaluated. Training should always include information on safe practices to be followed to avoid or minimize risks of inhalation, ingestion and inoculation. Training should also include information on how to properly decontaminate and dispose of infectious material.

2.5 Waste handling Waste-management procedures must comply with all pertinent local or national requirements and regulations. Waste is anything that is to be discarded. The overriding principle in minimizing risks from waste is that all infectious materials should be decontaminated, incinerated, prepared to be buried or autoclaved. Discard bags should be used to segregate waste. Most glassware, instruments and laboratory clothing will be reused or recycled. The principal questions to be asked before any objects or materials are removed from a laboratory are: • Have the objects or materials been effectively decontaminated or disinfected using proper procedures? • If not, have they been packaged in a closed container or bag for immediate onsite incineration or autoclaving?

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

• Does the disposal of the decontaminated material involve any additional potential hazards or risks, biological or otherwise, to those who carry out the disposal procedures or who might come into contact with the items outside the facility? Incineration is useful for disposing of laboratory waste, regardless of whether it has been decontaminated. Incinerating infectious materials is an alternative to autoclaving only if the laboratory manager can ensure that proper incineration procedures are followed.

2.5.2 Autoclaving Separate autoclaves should be used to sterilize solutions or glassware (clean materials), and to decontaminate infectious materials. The following materials are suitable for autoclaving: • instruments, glassware, media or solutions for sterile use in the general diagnostic TB laboratory; • mycobacterial cultures for waste disposal; • all infectious materials from TB-containment laboratories where mycobacterial culture is performed. The time, temperature and pressure should be recorded each time the autoclave is run to monitor whether it is functioning properly. Biological indicators should be used regularly to validate the ability of the autoclave to achieve sterilization.

2.5.1 Incineration To incinerate hazardous waste properly requires an efﬁcient means of controlling the temperature, and a secondary burning chamber. Many incinerators, especially those with a single combustion chamber, are unsatisfactory for dealing with infectious materials or plastics. If this type is used, such materials may not be completely destroyed, and the efﬂuent from the chimney may pollute the atmosphere with microorganisms, toxic chemicals and smoke. However, there are many satisfactory conﬁgurations for combustion chambers. Ideally the temperature in the primary chamber should be at least 800°C, and in the secondary chamber at least 1000°C. In order to achieve the required temperatures, the incinerators must be properly designed, operated and maintained. Materials for incineration, even if they have been decontaminated, should be transported to the incinerator in bags, preferably plastic. Attendants should receive proper instruction in loading the incinerator and controlling the temperature. The efﬁcient operation of an incinerator depends on having the right mix of materials in the waste being incinerated. There are concerns about the possible negative environmental effects of incinerators, and efforts continue to make incinerators more environmentally friendly and energy efﬁcient. Autoclaves provide an alternative to incineration.

2.5.3 Disinfection The killing action of disinfectants depends on the population of organisms to be killed, the concentration used, the duration of contact, and the presence of organic debris. Proprietary disinfectants recommended as suitable for use in TB laboratories are those containing phenols, chlorine or alcohol. These are usually selected depending on the material to be disinfected. Phenol Phenol should be used at a concentration of 5% in water. However, inhalation and dermal exposure to phenol is highly irritating to the skin, eyes and mucous membranes. Ingestion of phenol is considered to be toxic. Because of its toxicity and odour, phenol derivatives are generally used in place of phenol. Phenol solutions are used for decontaminating equipment and single-use items prior to disposal. Chlorine Chlorine is widely available. Sodium hypochlorite solutions (domestic bleach) contain 50 g/l available chlorine, and should therefore be diluted to 1:50 or 1:10 in water to obtain ﬁnal

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

concentrations of 1 g/l or 5 g/l. Bleach, either in stock or in solution, must be stored in a well ventilated, dark area. In good storage conditions, the 50g/l solution may last as long as 3 months; diluted solutions should be prepared daily. Bleach can be used as a general purpose disinfectant and for soaking contaminated metalfree materials; because it is highly alkaline, it can corrode metal. Alcohol Alcohols, ethanol (denatured ethanol, methylated spirits) or isopropyl alcohol are used at a 70% solution. Alcohols are volatile and ﬂammable, and must not be used near open ﬂames. Solutions should be stored in proper containers to avoid evaporation. Bottles with alcohol-containing solutions must be clearly labelled so they are not autoclaved. A solution of 70% alcohol can be used on laboratory benches and BSCs for routine decontamination. A major advantage of aqueous solutions of alcohols is that they do not leave any residue on treated items. When hands become contaminated, a rinse with 70% ethanol or isopropyl alcohol followed by thorough washing with soap and water is effective. Peracetic acid Peracetic acid is characterized by rapid action against all microorganisms. Special advantages of peracetic acid are that it lacks harmful decomposition products, enhances removal of organic material, and leaves no residue. Working solutions (2% concentration) are stable for 48 hours after preparation.

• contaminated (infectious) sharps, such as broken glass, syringes and slides; • contaminated infectious material to be disposed of by burying, incinerating or autoclaving.

2.6.1 Broken glass and glass slides Broken slides and used slides must be disposed of in a sharps container. Containers for sharps disposal must be puncture-proof, have a ﬁtted lid, and must not be ﬁlled to capacity. When they are three quarters full, they should be placed in containers for infectious waste and incinerated. Containers for sharps disposal must not be discarded in a landﬁll unless they have been incinerated or autoclaved. Used slides must not be reused.

2.6.2 Contaminated or potentially infectious materials for disposal All positive TB cultures must be autoclaved before disposal. An autoclave should be available close to or in the laboratory where TB culture is performed. All contaminated (that is, potentially infectious) materials except sharps should be placed in disposable plastic bags before being transported for incineration. If possible, materials from TB laboratories should not be discarded in a landﬁll even after decontamination. Discard containers, or pans or jars that are unbreakable (for example, plastic), should be placed at every work station. Appropriate disinfectants effective against M. tuberculosis must be used; waste materials must remain in contact with the disinfectant (that is, they must not be protected by air bubbles) for the appropriate time, depending on the disinfectant used. Discard containers should be decontaminated and washed before reuse. In laboratories where the risk of infection with TB is low, plastic sputum containers, cartridges used for molecular analysis (e.g. Xpert MTB/ RIF cartridges), and wooden applicator sticks should be removed from the laboratory in sealed disposal bags and incinerated.

2.6 Disposal procedures for contaminated materials A system for identifying and separating infectious materials and their containers should be adopted. Categories may include: • uncontaminated (non-infectious) waste that can be reused, recycled or disposed of in the same way as general household waste;

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Low-risk TB laboratories • specimens manipulated carelessly may lead to subsequent aerosolization; • specimens may be shaken vigorously; • ventilation or illumination may be poor.

The recommendations in this chapter are the minimum requirements needed to limit or reduce risks of infection in laboratories carrying out speciﬁc procedures that are considered to have a low risk of spreading TB. Additional measures may be deemed necessary following a sitespeciﬁc risk assessment. Low-risk laboratories that follow the minimum biosafety requirements described in this chapter can safely perform certain procedures with sputum specimens, given that the viscous nature of sputum is not prone to generating aerosols when good microbiological techniques are followed. Low risk laboratories can: • manipulate sputum specimens for direct sputum-smear microscopy; • manipulate sputum specimens for the Xpert MTB/RIF® assay (Cepheid, Sunnyvale Ca., USA). While opening sputum containers and making a direct sputum smear may produce aerosols, the risk of transmission from such procedures is negligible in comparison with aerosols produced by a single unprotected cough. There is little epidemiological evidence that preparing a direct smear is associated with a measurable excess risk of acquiring TB infection.14,15 Note: The collection of sputum specimens from patients should not occur in the laboratory.

3.2 Speciﬁc features and essential minimum biosafety measures To address speciﬁc potential risks, the following biosafety requirements14,15 should be established in a low-risk TB laboratory. 1. Use of bench spaces: The bench used to process specimens for direct sputum-smear microscopy or the Xpert MTB/RIF assay should be separate from areas used to receive specimens and from administrative areas used for paperwork and telephones. 2. Ventilation: Smears performed directly on sputum samples, and processing specimens for the Xpert MTB/RIF assay, may both be carried out on an open bench in an adequately ventilated area when appropriate microbiological techniques are used. Adequate ventilation for TB laboratories is typically described as directional airﬂow with 6–12 air exchanges per hour (ACH) (see Boxes 3 and 4). Directional airﬂow refers to air ﬂowing from clean areas towards areas where aerosols maybe generated; this air should be safely discharged from the room. “Air exchanges per hour” refers to the number of room volumes of air expelled per hour and replaced with clean air. When mechanical ventilation is used, air exchanges per hour can be readily calculated. For low-risk procedures, natural ventilation should be sufﬁcient providing that air ﬂows away from the technician and across the work area along with potentially infectious materials, then away from occupied areas of the room and outside the

3.1 Factors that increase the risk of infection In addition to the general risks that are addressed by the biosafety measures described in Chapter 2, the low-risk TB laboratory may also face the following challenges, all of which increase risks: • bench spaces may be used improperly; • specimen containers may leak;

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

laboratory; this ﬂow should provide protection from aerosols that might be generated in the work area. In order to have directional control of contaminants in the air, air should move at least 0.5 m/s.16 Ventilation can be ensured by opening windows if the local climate allows. When the climate prevents windows from being opened, consideration should be given to using mechanical ventilation systems that provide an inward ﬂow of air without

recirculation in the room. Air conditioners should be placed only after the direction of airﬂow has been considered. It is important to ensure that air in the laboratory ﬂows away from the technicians. Ventilated work stations are an optional solution for aerosol containment for direct sputum-smear microscopy or the Xpert MTB/RIF assay in environments where natural or mechanical ventilation is not practical. Guidance and speciﬁcations for ventilated work stations are available.17

EXPERT GROUP RECOMMENDATION Standards for adequate ventilation in laboratories have not been deﬁned internationally. The Expert Group recommended as adequate ventilation for TB laboratories a pragmatic deﬁnition of directional airﬂow to include 6–12 air exchanges per hour. The Expert Group noted that there is no evidence to suggest that a greater number of air exchanges per hour would reduce the risk of a laboratory-acquired infection, and recognized that the costs of ventilation systems with higher capacity are considerable.

Box 3. Determining ventilation requirements Ventilation moves outdoor air into a laboratory room and distributes the air within the room. The purpose of ventilation in a laboratory is to provide clean air to dilute any potentially contaminated air and to remove it from the laboratory. Laboratory ventilation has three basic elements: ventilation rate – the amount of outdoor air that ﬂows into the laboratory; airﬂow direction – the overall direction of air ﬂowing through the laboratory should be from functionally clean areas to dirty areas; airﬂow pattern – external air should be delivered to each area of the laboratory and be removed efﬁciently. There are three methods that may be used to ventilate a laboratory: natural, mechanical and hybrid (mixed mode). Natural ventilation Natural forces drive outdoor air through open laboratory windows and doors. Natural ventilation can generally provide a high rate of ventilation more economically due to the use of natural forces and large openings, which together can achieve high rates of air exchange. Whether natural ventilation is suitable for a particular laboratory depends on the climate, the design of the laboratory and the work practices of the laboratory staff.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Mechanical ventilation Mechanical fans can be installed in windows or on walls, or installed in ducts that expel air from the laboratory. The type of mechanical ventilation used depends on the climate. Mechanical ventilation systems are considered to be reliable in delivering the desired rate of airﬂow regardless of the impact of variable winds and ambient temperature. Mechanical ventilation can be used with an air-conditioning system to control temperature and humidity. Mechanical ventilation can also be achieved by using a ventilated work station. Hybrid (mixed-mode) ventilation Hybrid (mixed-mode) ventilation relies on natural forces to provide the desired rate of airﬂow. It uses mechanical ventilation when the ﬂow of natural ventilation is too low. When natural ventilation alone is not suitable, exhaust fans can be installed to increase ventilation in laboratories performing acid-fast bacilli microscopy. However fans need to be installed so that the air in the room can be expelled directly outdoors, either through a wall or the roof. The size and number of exhaust fans needed depends on the target ventilation rate, and this rate should be calculated before this method is used (see Box 4).

3. Minimizing the generation of aerosols: Preparing sputum samples for direct sputumsmear microscopy or for the Xpert MTB/ RIF assay theoretically has the potential to generate aerosols. However, because sputum specimens are usually viscous, aerosol generation can be minimized by using good microbiological techniques. Care should be taken when opening specimen containers, which may have been shaken during transportation to the laboratory. The risk of infectious material spattering in an open Bunsen burner ﬂame should be avoided when drying smears. It is preferable to air-dry smears, and use a ﬂame to ﬁx the smears only when they are completely dry. Disposable wooden applicator sticks or transfer loops are preferred for making smears. 4. Handling leaking specimen containers: The integrity of specimen containers delivered to the laboratory needs to be checked upon arrival to the laboratory. Leaking containers may need to be discarded and a fresh sample requested.

If an adequate specimen remains in a leaking container, the container may be decontaminated with a suitable disinfectant before processing. Samples should be transported to the laboratory in an upright position to minimize leakage. 5. Personal protective equipment: Each country and facility must evaluate its risks and decide on the level of personal protection that is appropriate for the different procedures being undertaken. Protective laboratory coats should be worn at all times in the laboratory. Gloves must be worn for all procedures that involve direct contact, or may involve accidental contact, with sputum, blood, body ﬂuids and other potentially infectious material. Gloves must be changed regularly and should not be reused. Staff should always wash their hands before leaving the laboratory. Respirators are not required for use during the preparation of sputum smears.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Box 4. How to determine adequate ventilation in a tuberculosis (TB) laboratory that uses mechanical ventilation Adequate ventilation in TB laboratories is typically described as directional airﬂow with 6–12 air exchanges per hour (ACH). Directional airﬂow refers to air that ﬂows from clean areas of the laboratory towards areas where aerosols may be generated, and is then expelled safely from the room. ACH refers to the number of room volumes of air expelled per hour and replaced with clean air. When mechanical ventilation is used, one method of measuring ACH is to: 1. 2. 3. 4. identify the air exhaust vent or vents. cover the vent with a piece of cardboard that has an opening of 10 cm x 10 cm; measure the outﬂowing air velocity with a vaneometer or anemometer; calculate the volumetric airﬂow rate for each air exhaust port Q = V x A x 3600 Q = Volumetric airﬂow rate in m3/h V = Velocity of air in m/s A = Area of opening in m2 (for example, 10 cm [0.1 m] x 10 cm = 0.01 m2) 3600 = conversion of seconds to hours; 5. sum up all the exhausts for the room; 6. measure the volume of the room Vol = Length x Width x Height = m3 (measure in metres); 7. Calculate the ACH ACH = Q/Vol. Measurements of ACHs when natural ventilation is used are too variable to provide a reliable measure of ventilation. Rather, it is better to use directional airﬂow to provide safe working conditions. Ensuring that air ﬂows past the worker, across the work area where there are potentially infectious materials, and away from occupied areas of the room should provide protection from aerosols generated in the work area.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Moderate-risk TB laboratories • careless manipulation of specimens may lead to aerosolization; • precautions for using the vortex may not be followed properly (for example, it may be used outside the BSC); • specimen containers may break or leak during centrifuging; • problems may be associated with opening centrifuge buckets outside the BSC; • adequate warnings of biohazards may be lacking, and information on who should be contacted during an emergency may be inadequate; • cooling or heating systems may not work properly. Good microbiological techniques are essential to minimize the risk of aerosolization.

4.1 Factors that increase the risk of infection In addition to the general risks that are addressed by the biosafety measures described in Chapter 2 (such as unauthorized persons in the laboratory, mouth pipetting, cluttered work stations, improper waste disposal), the TB laboratory classiﬁed as moderate risk also faces the following challenges, all of which increase risks: • staff may work in areas with poor ventilation; • they may work with poor illumination; • BSCs may be poorly maintained and not certiﬁed; • BSCs may not be properly ducted; • the work environment may be dusty, and high-efﬁciency particulate air (HEPA) ﬁlters in BSCs may become blocked;

4.2 Speciﬁc features and essential minimum biosafety measures In a laboratory where there is a moderate risk of infection, there are two levels of containment: the BSC (primary containment) and the laboratory itself (secondary containment). To address the speciﬁc risks associated with a moderate-risk laboratory, the following mitigation and control measures should be established. 1. Biological safety cabinets: All processing and digestion of sputum samples and manipulation of liqueﬁed sputum specimens must be conducted in a BSC. The cabinet is the primary form of containment while specimens are processed for culture inoculation or for performing direct DST. Hence, good microbiological techniques and proper use of the cabinet are critical to allow work to be conducted safely.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Improper use of the cabinet allows aerosols to be released into the laboratory. (See Chapter 6 for more information on BSCs.) BSCs should be sited away from thoroughfares and out of cross-currents from doorways and air-inlet systems. Air expelled from properly maintained cabinets will have passed through HEPA ﬁlters at the top of the cabinet and so can be expelled either into the room or ducted to the outside, depending on the degree of sophistication of the ventilation system installed. Adequate space is needed between the cabinet and the ceiling to ensure that the air ﬂowing from the cabinet is not impeded. Class I or Class II cabinets are recommended; however they must be designed by a certiﬁed manufacturer and regularly maintained. They must be certiﬁed to be functioning properly on site at least annually. Class II type A2 cabinets are preferable because they offer protection both for personnel and the media being inoculated (product protection). Class II type B cabinets are suitable but are not recommended for new TB laboratories because they require hardducting. Additionally, it is more difﬁcult to balance and maintain them, and ensure they are functioning properly. Hardducting requires that the building’s exhaust system be precisely matched to the airﬂow requirements of the manufacturer. An uninterrupted power supply for the cabinet and the exhaust fan is necessary in settings where power is unreliable; this supply gives laboratory staff time to safely complete any hazardous work, and for contaminated air remaining in the cabinet to be vented outside. Devices to prevent the backﬂow of air should be installed in the ducting of cabinets to stop potentially contaminated air from ﬂowing back into the laboratory in the event of a power failure.

It is helpful to have a stand-by generator for the cabinet and other essential equipment, such as incubators and freezers. 1. Ventilation: In addition to the BSC (the primary barrier), the secondary barrier (provided by the laboratory itself) is achieved by maintaining a unidirectional airﬂow into the laboratory, and by ensuring there are a minimum of 6–12 ACHs. A simple means of creating unidirectional airﬂow is to place a vent that allows air to ﬂow into the clean area of the laboratory and to operate continuously one or more thimble-ﬁtted BSCs to draw air towards the dirty area, remove the air from the laboratory, and expel it outside the building. A visual monitoring device with or without an alarm should be installed so that staff can ensure at all times that proper directional airﬂow is maintained in the laboratory (see Box 5). Ducting the BSC to the outside using a thimble connection helps create unidirectional airﬂow into the laboratory, and any contaminated air in the BSC is expelled from the laboratory through the HEPA ﬁlters in the BSC. When the cabinet is turned on, the external fan extracts air from both the cabinet and the room. When the cabinet is switched off, the expelled air will be extracted only from the room. An external fan can be installed with or without a link to the status (operating or stand-by) of the cabinet. It is best if the external fan has a separate switch from the BSC, or alternatively it can be coupled with a relay circuit so that the external fan continues operating for a given time after the BSC has been turned off to ensure that all of the air expelled from the BSC is vented outside. The major advantage of a thimble connected BSC is that no adjustments need to be made to the cabinet and the direction of air ﬂowing from the laboratory to the outside will be maintained.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Alternatively, air expelled through the HEPA ﬁlters within the BSC can be released into the laboratory. However, in such cases, there must be a separate exhaust system for the building that ensures a minimum of 6–12 ACH in the laboratory. The building’s ventilation system must be constructed in such a way that air from the moderate-risk laboratory is not recirculated to other areas within the building. When air expelled from the laboratory is discharged to the outside of the building, it must be dispersed away from occupied buildings and air intakes. Windows must be kept closed at all times in moderate-risk and high-risk TB laboratories. • Personal protective equipment: Each laboratory must evaluate its risks (for example, by assessing the laboratory’s activities and workload, the prevalence of TB and the prevalence of drug-resistant strains) and decide on the level of personal protection that is appropriate for staff. Protective laboratory gowns and gloves must be worn at all times in laboratories where there is a moderate risk of infection. During specimen processing, samples are liqueﬁed; this makes it more likely that aerosols will be generated so measures to minimize the production of aerosols are essential. Gloves should be changed regularly. Staff must always wash their hands before leaving the laboratory. Respirators are not required, provided that specimens are processed within a properly maintained BSC using good

microbiological techniques. Respirators should not be seen as an alternative to a BSC. • Laboratory design: The laboratory must be separate from the areas that are open to unrestricted trafﬁc ﬂow within the building. A station for hand washing should be provided near the laboratory’s exit. • Decontamination and waste disposal: All infectious waste must be removed from moderate-risk laboratories for proper disposal. Waste must be transported in sealed plastic bags or containers, following appropriate local regulations. Any materials that are reused must be decontaminated with a suitable disinfectant or autoclaved before being removed from the laboratory. • Minimizing the generation of aerosols: Staff training should always include information on the safest methods to use for culture procedures to prevent inhalation of aerosols generated when using loops, pipetting, opening specimen containers, handling damaged or leaking containers, centrifuging and vortexing. The possibility of infectious material spattering when an open Bunsen burner ﬂame is used should be avoided by using an enclosed electric microincinerator to sterilize reusable loops. The use of sterile disposable transfer loops and transfer pipettes is recommended. Centrifuges require safety buckets or containment rotors. Infectious materials may be centrifuged in the open laboratory provided that sealed centrifuge safety cups are used and buckets are loaded and unloaded within a BSC.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Box 5. How to calculate the number of air changes per hour (ACH) in a laboratory that uses a biological safety cabinet (BSC) ducted with a thimble connection • Determine the volume of the room in the laboratory (ﬂoor area x room height). • Determine the volume of ACH required (multiply the room volume by 6 for the minimum number of air exchanges and 12 for the maximum number). • Determine the number of BSCs, and the air expelled from each cabinet. The expelled air of one BSC with a width 150 cm will be about 500 m³/h, (that is, air inﬂow area 1.50 m x 0.2 m x air velocity 0.38 or 0.5 m/s x 3600 s = 410–540 m³/h). Calculate this for each type of cabinet used. • Determine the power of the external extraction fan installed at the end of the ducting; this should exceed the volumetric ﬂow rate of each BSC by 30–50%, and should be controllable and connected to an uninterrupted power supply. The air from the BSC should be ducted with ventilation pipes that have a diameter exceed 20 cm. For example: A laboratory ﬂoor of 5 m x 10 m with a 2.5 m high ceiling would require between 750 m3 and 1500 m3 of air to be expelled every hour to allow for the required 6–12 exchanges of the room volume. So two thimble-connected BSCs could expel 1300–1500 m3 of air from the laboratory every hour. • The ventilation system for the laboratory should be planned with a qualiﬁed specialist engineer.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

High-risk TB laboratories (TB-containment laboratories) • DNA extraction must be performed on a positive culture; • manipulation of cultures for identiﬁcation and indirect DST; • broken culture containers must be disposed of; • cultures or areas where spills occurred must be decontaminated.

The term TB-containment laboratory refers to a facility that has the minimum design features necessary to safely manipulate TB cultures. This type of facility may or may not meet all of the requirements of a Biosafety Level 3 laboratory as described in WHO’s Laboratory biosafety manual.2 All laboratory facilities must comply with local and national regulations. The recommendations in this manual are the minimum requirements needed to limit or reduce risks of infection in laboratories carrying out speciﬁc procedures that are considered to have a high risk of spreading TB. Additional measures may be deemed necessary following a sitespeciﬁc risk assessment. High-risk laboratories (also known as TBcontainment laboratories) that follow the minimum biosafety requirements described in this chapter, are designed to work with high volumes and concentrations of M. tuberculosis organisms and to engage in procedures that pose an increased risk of aerosol spread. High-risk TB laboratories can: • manipulate cultures to identify M. tuberculosis; • manipulate cultures or suspensions of tubercle bacilli for all indirect DST methods and molecular assays.

5.2 Speciﬁc features and required biosafety measures Similar to the moderate-risk laboratory, there are two levels of containment in a high-risk laboratory: the BSC (primary containment) and the laboratory itself (secondary containment).

In TB laboratories classiﬁed as high risk, all procedures for handling viable M. tuberculosis cultures and aqueous suspensions of TB bacilli for identiﬁcation, indirect DST and molecular assays must be conducted within a BSC in a TB-containment laboratory.

In addition to the safety elements required for a moderate-risk laboratory, a high-risk (or TBcontainment) laboratory requires the following additional enhancements. 1. Laboratory design: Two sets of entry doors are essential to create an anteroom to the containment laboratory. This design provides a physical barrier between the containment section of the laboratory and the outer laboratory areas. It also permits a unidirectional ﬂow of air into the laboratory The anteroom should have facilities for separating clean clothing from dirty clothing. Doors to the anteroom may be self-closing and interlocking so that only one door can be open at a time. A break-through panel may be provided for emergency exit. Air can ﬂow into the TB-containment laboratory

5.1 Factors that increase the risk of infection In addition to the hazards described in Chapter 4 for TB laboratories classiﬁed as moderate risk, and the general risks that are addressed by the biosafety measures described in Chapter 2, laboratories classiﬁed as high-risk (or containment) also face the following challenges, all of which increase risks: • staff must open positive culture vials; • staff must prepare smears from positive cultures;

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

through the anteroom; and grills ﬁtted with pre-ﬁlters can be placed in the lower panels of the anteroom’s doors to ensure that only clean air ﬂows into the TB-containment laboratory. A glass panel should be installed to give a view from the outer laboratory areas into the containment laboratory. 2. Personal protective equipment: Each facility must evaluate its risks and decide on the level of personal protection that is appropriate for staff. Protective laboratory gowns must be worn. Gowns should have solid front panels and must be impermeable to liquids. Laboratory gowns should have long sleeves and an elasticized cuff (at least 30 mm long) and fasten at the back. Gloves must be worn. Staff must always wash their hands before leaving the laboratory The use of hair coverings, shoe covers or dedicated shoes are optional; they may be adopted as additional protective measures. However, any protective clothing used in

the TB-containment laboratory must not be worn in the other areas of the laboratory. Respiratory equipment provides additional protection during high-risk procedures – such as the manipulation of liquid cultures for identiﬁcation and DST– that generate aerosols with high concentrations of infectious particles. Protective respiratory equipment should not be considered a substitute for a poorly functioning BSC or a BSC lacking certiﬁcation. In all cases, good microbiological techniques are essential to minimize the risk of laboratory-acquired infections. 3. Decontamination and waste disposal: An autoclave must be available on site in the vicinity of the TB-containment laboratory to allow tubes and vials with cultures of TB bacilli to be sterilized prior to being removed for disposal. All other infectious waste needs to be removed from the TBcontainment laboratory for proper disposal. It must be transported in sealed plastic bags or containers, following appropriate local regulations. Any materials that are reused must be decontaminated with a suitable disinfectant or autoclaved before being removed from the laboratory.

EXPERT GROUP RECOMMENDATION WHO’s Laboratory biosafety manual2 recommends that containment laboratories be able to be sealed off so that they can be decontaminated by fumigation. The Expert Group found that it is not essential that a TB-containment laboratory has the capability of being sealed for decontamination given that infectious particles from bacteria that have dried onto surfaces are unlikely to become aerosolized. The Expert Group therefore concluded that surface decontamination procedures are sufﬁcient for TB-containment laboratories, and that the ability to fumigate the containment laboratory is not mandatory.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Safety equipment Class I • This type of BSC provides personal and environmental protection but does not offer product protection. This lack of product protection may contribute to increased contamination rates, especially when preparing and inoculating liquid cultures (see Figure 1). Class II • A Class II BSC offers personal, environmental and product protection, and, in type A2 models all biologically contaminated ducts are under negative pressure or are surrounded by negativepressure ducts (see Figure 2). (This is the PREFERRED type of BSC.) • Class II type A1 BSCs are not a good choice because the ducts may become contaminated, and plenums have positive pressure relative to the room • Class II type B1 and type B2 BSCs must be hard-ducted to the outside; this means that the building’s exhaust system must precisely match the airﬂow requirements speciﬁed by the manufacturer for both volume and static pressure. Certiﬁcation, operation and maintenance of these types are therefore more difﬁcult, so these BSCs are not recommended for any new TB laboratory facilities. BSCs should be equipped with HEPA ﬁlters that meet applicable international standards (for example, European norm standards EN12469 or United States NSF/ANSI Standard 49 – 2008).20,21 For all newly procured BSCs, Class II type A2 cabinets with a moveable sash are recommended.

Safety equipment may be used to eliminate or reduce certain risks in TB laboratories (Table 4). Such equipment offers no assurance of protection unless the operator is competent and uses proper techniques. Equipment should also be tested regularly to ensure that it continues to perform safely.

6.1 Biological safety cabinets Owing to their small size, droplet nuclei aerosols may be generated by certain laboratory procedures without the laboratory worker’s knowledge; this may result in the inhalation of infectious agents or cross-contamination of work surfaces or materials. BSCs are designed to protect people and the environment from infectious agents and, depending on their classiﬁcation, offer varying degrees of protection from contamination of specimens and cultures. The HEPA ﬁlter in the exhaust system of a BSC effectively traps infectious organisms and ensures that only microbe-free exhaust air is discharged from the cabinet. A HEPA ﬁlter mounted in the BSC above the BSC work surface protects the surface and its materials from contamination. This is often referred to as product protection. There are three classes of BSCs: I, II and III (corresponding to standards AS/NZS 2252.1:1994, AS/NZS 2252.2:1994, NSF/ ANSI 49 – 2008 and EN 12469).18,19,20,21 According to the NSF/ANSI 49 – 2008 standard, class II BSCs have a variety of types (known as A1, A2, B1, B2); these are used to classify variations in airﬂow patterns, velocities, the position of the HEPA ﬁlter inside the cabinet, ventilation rates and exhaust methods.

6.1.1 Selecting a biological safety cabinet for a TB laboratory The two types of BSCs described below are best suited for use in moderate-risk laboratories and in high-risk laboratories (TB-containment laboratories).

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

A BSC should be selected primarily according to the type of protection needed: product protection or protection for personnel against the risk of infection. Selecting the correct type of BSC, installing it, using it properly, and annually certifying its operation are complex processes. It is highly recommended that these processes are performed by well trained and experienced professionals familiar with all aspects of BSCs. BSCs should be connected to an uninterrupted power supply to ensure that staff have adequate time to complete a procedure in the event of a power outage. Biosafety cabinets must undergo certiﬁcation at the time of installation, whenever they are moved, and following any repairs or ﬁlter changes; they also require regular (annual) maintenance to ensure proper functioning. Delaying maintenance or using underqualiﬁed personnel to conduct maintenance can put laboratory workers at risk. (See section 6.1.5.)

reach the work surface inside the cabinet while he or she observes the surface through a glass window. The window can also be fully raised to provide access to the work surface for cleaning or other purposes. The air from the cabinet is expelled through a HEPA ﬁlter: (a) into the laboratory and then to the outside of the building through the building’s exhaust system; or (b) to the outside through the building’s exhaust system; or (c) directly to the outside. Figure 1. Schematic diagram of a Class I biological safety cabinet A. Front opening; B Sash; C Exhaust HEPA ﬁlter; D Exhaust plenum.

6.1.2 Class I biological safety cabinets Class I BSCs work by drawing unﬁltered room air in through a front opening, passing it over the work surface, and then expelling it through an exhaust duct. Class I BSCs protect workers but do not protect work products (such as specimens or cultures) against contamination because unsterilized room air is drawn over the work surface. Figure 1 is a schematic diagram of a Class I BSC. Room air is drawn in through the front opening at a minimum velocity of 0.38 m/s (NSF/ANSI).20 It then passes over the work surface and is expelled from the cabinet through the exhaust duct. The directional ﬂow of air carries aerosol particles that may be generated on the work surface away from technicians and into the exhaust duct. The front opening allows the technician’s arms to

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

6.1.3 Class II type A2 biological safety cabinets Class II BSCs differ from Class I cabinets in that they allow only air from a HEPA-ﬁltered (sterile) supply to ﬂow over the work surface. A Class II type A2 BSC is shown in Figure 2. An internal fan draws room air (supply air) into the cabinet through the front opening and then into the front intake grill. After passing through the grill, the supply air is drawn upwards and through a HEPA ﬁlter before ﬂowing downwards over the work surface. As the air ﬂows downwards at about 6–18 cm above the work surface it splits so that approximately one half of the volume of the air passes through the front exhaust grill and the other half passes through the rear exhaust grill. Any aerosol particles generated at the work surface are immediately captured in this downward airﬂow and passed through the front or rear exhaust grills, thereby providing the highest level of product protection. The air is then discharged through the rear plenum into the space between the supply ﬁlter and exhaust ﬁlter located at the top of the cabinet. Owing to the relative size of these ﬁlters, 60–70% of the air recirculates through the supply HEPA ﬁlter back into the work zone; the remaining 30–40% passes through the exhaust ﬁlter into the room or outdoors. Air from a Class II type A2 exhaust can be recirculated to the room or discharged to the outside of the building through a thimble connected to a dedicated duct; it must NOT be discharged through the building’s exhaust system. In a containment laboratory where air from the Class II BSC is recirculated to the room, a separate dedicated ventilation system is needed to ensure unidirectional ﬂow of air into the laboratory with 6-12 ACH. Recirculating the exhaust air to the room has the advantage of lowering the energy costs of the building because heated or cooled air is not being passed to the outside environment.

Figure 2. Schematic diagram of a Class II type A2 biological safety cabinet. A Front opening; B Sash; C Exhaust HEPA ﬁlter; D Supply HEPA ﬁlter; E Positive-pressure plenum; F Negative-pressure plenum. HEPA-filtered air

D B A Room air E

6.1.4 Thimble connections A thimble connection (see Figure 3) is used with Class II type A2 BSC that is ducted to the outside. The thimble ﬁts over the cabinet’s exhaust housing, sucking the air expelled from the cabinet into ducts that lead outside. A small opening (usually 5 cm wide) is maintained between the thimble and the cabinet’s exhaust housing. This opening enables room air to be drawn into the exhaust ducting system. The capacity of the exhaust system must be sufﬁcient to capture both room air and the cabinet’s exhaust. The thimble must be removable or be designed to allow for operational testing of the cabinet. Generally, the performance of a thimble-connected BSC is not affected much by ﬂuctuations in the building’s airﬂow.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

One advantage to using a thimble connection is that the BSC does not need any adjustments and the pressure in the room will remain nearly constant. To keep a controlled, constant, lowered pressure within the containment room, a damper control for the exhaust system is usually needed to enable the air ﬂow through the thimble to be balanced with the exhaust capacity of the extractor fan placed at the end of the ducting.

Another advantage of using a thimble connection is that in case of power outages, the air ﬂowing back into the room where there is lowered pressure will pass nearly exclusively through the thimble air intake, and not wash off bacteria from the HEPA ﬁlter. Installing a valve to prevent backﬂow in the duct ensures that air ﬂowing in will travel through the clean-air intake.

Figure 3. Schematic diagram of a thimble connection for a Class II type A2 biological safety cabinets ducted directly outside the laboratory.

6.1.5 Using biological safety cabinets in the laboratory Location The integrity of the directional air inﬂow is fragile and can be easily disrupted by air currents generated by people walking close to the BSC, by open windows or air-supply registers, and by the opening and shutting of doors. Ideally, BSCs should be situated as recommended by the manufacturer in a location away from trafﬁc and

from potentially disruptive air currents. Whenever possible, a clearance of 30 cm should be provided behind and on each side of the cabinet to allow easy access for maintenance. A clearance of 30–35 cm above the cabinet may be required to accurately measure air velocity across the exhaust ﬁlter, and to change exhaust ﬁlters. Operators If BSCs are not used properly, their protective beneﬁts may be greatly diminished; in some

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

instances improper use can even result in increased risk to the laboratory worker. Written protocols, as well as a biosafety manual, should be issued to laboratory staff and they should sign a form to conﬁrm that they have read and understood the required protocols. All individuals working in BSCs should be observed to ensure they follow correct working practices before they routinely perform testing in the BSC. Operators need to maintain the integrity of air ﬂowing through the front opening when moving their arms into and out of cabinets. They should move their arms slowly and ensure they are perpendicular to the front opening. Staff should wait about 2 minutes after placing their hands and arms inside the BSC before they begin manipulating materials; this will allow the airﬂow within the cabinet to adjust and the air to sweep the surface of their hands and arms. The number of movements made across the front opening should be minimized by placing all necessary items into the cabinet before beginning manipulations.

Material placement The front intake grill of Class II BSCs must not be blocked with paper, equipment or other items. It is recommended that all work be performed on disinfectant-soaked absorbent towels arranged to capture splatters and splashes. All materials should be placed as far back in the cabinet as practical – that is, towards the rear of the work surface – without blocking the rear grill. Aerosol-generating equipment (such as vortexes and centrifuges should be placed towards the rear of the cabinet. Bulky items (such as biohazard bags and discard containers) should be placed to one side of the interior of the cabinet. Active work should ﬂow from clean areas to contaminated areas across the work surface. Paperwork should never be placed inside BSCs. The cabinet must not be overloaded because overloading may affect the efﬁciency of the airﬂow (see Figure 4).

Figure 4. Typical layout for working from clean areas to dirty areas within a Class II biological safety cabinet. Clean materials are placed to the left of the cabinet; samples are inoculated in the centre of the cabinet; and contaminated pipettes and other materials are placed into waste containers on the right side of the cabinet. This arrangement can be reversed for people who are left-handed

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Ultraviolet lights Ultraviolet lights are not recommended in BSCs used in TB laboratories. Open ﬂames Open ﬂames must be avoided in BSCs because heat disrupts the patterns of airﬂow within the cabinets. To sterilize bacteriological loops, microincinerators or electric furnaces are available, and their use is preferable to open ﬂames. The use of disposable loops and disposable transfer pipettes is preferred. Spills A copy of the laboratory’s protocol for handling spills should be posted, read and understood by all laboratory staff. When a spill occurs inside a BSC, clean up should begin immediately and the cabinet should continue to operate. An effective disinfectant should be used and applied in a manner that minimizes the generation of aerosols. All materials that come into contact with the spilled agent should be disinfected and disposed of properly. Certiﬁcation The functional operation and integrity of each BSC should be certiﬁed to national or international performance standards at the time it is installed, following any relocation with the laboratory, and regularly thereafter (at least annually) by qualiﬁed service technicians, according to the manufacturer’s speciﬁcations. An evaluation of the effectiveness of the cabinet’s containment capability should include tests of the cabinet’s integrity; tests for HEPA ﬁlter leaks; assessments of the down ﬂow velocity proﬁle, face velocity, negative pressure and ventilation rate, airﬂow smoke pattern, and alarms and interlocks. The velocity of air ﬂowing through the front opening into a BSC should meet the manufacturer’s speciﬁcations. Optional tests may also be conducted for electrical leakage, lighting intensity, ultraviolet light intensity, and noise level and vibration. Special training, skills and equipment are required to perform these tests, and it is highly recommended that they are

undertaken by an experienced professional. The professional should be familiar with and trained in all aspects of BSCs. Cleaning and disinfecting the work area When work is completed, all items within a BSC, including equipment, should have surfaces decontaminated and be removed from the cabinet. The interior surfaces of BSCs should be decontaminated before and after each use. Work surfaces and interior walls should be wiped with a disinfectant that will kill any microorganisms that might be found inside the cabinet. At the end of the workday, the ﬁnal surface decontamination should include wiping down the work surface, and the sides, back and interior of the glass. A second wiping with sterile water is needed when a corrosive disinfectant, such as bleach, is used. Before it is switched off, the BSC should be left to run for 15 minutes after work is completed in order to purge the atmosphere inside. Decontamination BSCs must be thoroughly decontaminated before ﬁlters are changed and before the cabinet is moved; decontamination must include plenums and ﬁlters. See standard NSF/ANSI 49 – 2008 for procedures and details of decontamination.20 Decontamination should be performed by a qualiﬁed professional. Alarms BSCs can be equipped with one of two audible alarms. Sash alarms are found only on cabinets with sliding sashes. The alarm sounds when the laboratory worker has moved the sash to an improper position. When this alarm sounds, the sash must be returned to the proper position. Airﬂow alarms indicate a disruption in the cabinet’s normal airﬂow pattern. This alarm represents an immediate danger to the worker or product. When an airﬂow alarm sounds, work should cease immediately and the laboratory manager should be notiﬁed. Manufacturers’ instruction manuals should provide further details about how to address this type of alarm. Training

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

in the use of BSCs should include information on how to respond to this type of alarm.

6.3 Autoclaves In general TB laboratories that perform diagnostic tests, an autoclave that uses saturated steam under pressure is the most efﬁcient means of sterilizing instruments, glassware and media solutions; it is also used for decontaminating biological material (such as mycobacterial cultures). Two factors are essential for an autoclave to function optimally: (1) all of the air in the chamber should be replaced by steam; and (2) the temperature must be 121 °C. Autoclaves should be located away from the main laboratory working area because they may be noisy, hot and release steam. An autoclave used to decontaminate infectious material, should have an exhaust air valve equipped with a bacterial ﬁlter. The autoclavable sterile ﬁlter should consist of a ﬁlter cartridge with a membrane (pore size 0.2 µm) incorporated into a pressure-resistant housing; the ﬁlter should be easy to replace. The ﬁlter is automatically sterilized during each sterilization process. An autoclave MUST be available in each facility where TB cultures are performed and should ideally be placed within the TB-containment laboratory. The manufacturer’s instructions for operating and cleaning the autoclave must be followed at all times.

6.2 Centrifuges with safety buckets During the centrifugation process, aerosols may be produced. Consequently, safety measures must be strictly followed when operating the centrifuge. During centrifuge operation, the lid must be fully sealed. The use of a wide nonporous seal will ensure that the lid is closed tightly. The lid must not be opened until the rotor has stopped completely. Appropriate rotors have safety caps for each slot. The caps for individual buckets and tubes must be closed properly before the centrifuge is operated. To contain aerosols, individual sealed centrifuge buckets should be loaded and unloaded in a BSC. For processing TB cultures, refrigerated centrifuges with swinging buckets are recommended. When using a micro-centrifuge for DNA extraction, a safety rotor is needed with a sealed lid; the micro-centrifuge should be loaded and unloaded inside a BSC. Centrifuges must be inspected periodically for wear and tear; and maintenance must follow the manufacturer’s speciﬁcations.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Table 4. Safety equipment used to process specimens in TB laboratories, potential hazards and associated safety features Equipment Biological safety cabinet Class I Aerosol and spatter • Minimum inward airﬂow (face velocity) at work access opening as per manufacturer’s recommendations; exhaust air passes through HEPA ﬁlter Provides protection to personnel and the environment Minimum inward airﬂow (face velocity) at work access opening as per manufacturer’s recommendations; exhaust air passes through HEPA ﬁlter Provides protection to personnel, products and the environment Not a replacement for a BSC Minimum inward airﬂow (face velocity) at work access opening as per speciﬁcations; No HEPA ﬁlter Provides limited protection for personnel Contains aerosols Easy to use Controls contamination of suction end of pipette, protecting pipetting aid, user and vacuum line Can be sterilized Controls leakage from pipette tip Potential hazard or risk Safety features

• Class II Aerosol and spatter •

• Ventilated workstation Aerosol and spatter • •

• • Centrifuges with safety Aerosols and spillage buckets or sealed rotors Pipetting aids Hazards from pipetting by mouth (for example, ingestion of pathogens, inhalation of aerosols produced by mouth suction on pipette, blowing out of liquid or dripping from pipette, contamination of suction end of pipette) from • • •

• •

Microincinerators for Spatter loops, disposable loops loops

transfer •

Microincinerators shield loops in openended glass or ceramic tubes; they are heated by gas or electricity Disposable loops removes the need for micro-incinerators. Leak-proof construction with lid or cover Durable Autoclavable

• Leak-proof vessels for Aerosols, spills and leaks collecting and transporting infectious materials for sterilization within a facility • • •

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Equipment Sharps disposal containers Containers used for transport between laboratories or institutions

Potential hazard or risk Puncture wounds Release of microorganisms • • • • •

Safety features Autoclavable Robust, puncture-proof Robust Watertight primary and secondary storage contains spills Absorbent materials contain spills Approved design Effective heat sterilization

Autoclaves (manual or automatic)

Positive cultures sterilized before being removed from the laboratory

• •

HEPA, high-efﬁciency particulate air; BSC, biological safety cabinet.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Personal protective equipment and clothing Box 6). Before leaving the laboratory, staff should remove their protective clothing, and wash their hands. Table 5 summarizes the types of personal protective equipment used in laboratories and the protection each type offers.

Personal protective equipment and clothing may act as barriers to minimize the risk of exposure to aerosols, splashes and accidental inoculation. The choice of clothing and equipment depends on the nature of the work. Protective clothing should be worn whenever staff work in the laboratory (see

Table 5. Personal protective clothing and equipment that may be used in by staff in tuberculosis (TB) laboratories Equipment Laboratory coats Potential hazard Contamination of street clothing • Safety features Laboratory coats usually have long sleeves and fasten in the front to cover street clothes Coats should be used for activities where there is a low-risk of becoming infected with TB Laboratory gowns should have long sleeves and an elasticized cuff (at least 30 mm long) Gowns should open in the back Gowns should cover street clothing Designs available include the N95 (United States standard) and FFP2 (European standard); full-face or half-face air purifying models; Disposable microbiologically approved latex, vinyl or nitrile

•

Laboratory gowns

Contamination of street clothing

•

• • Respirators Inhalation of aerosols •

Gloves

Direct contact with microorganisms

•

7.1 Laboratory gowns Laboratory gowns should have long sleeves and open in the back. When the laboratory technician is standing, the gown must extend below the height of the workbench; the gown should fully cover the technician’s lap when he or she is sitting. Reusable gowns should be autoclaved before being washed. Gowns must not be taken home for washing; laundering services should be provided at or near the facility. Laboratory gowns

should be changed at least once a week and immediately after being overtly contaminated. Laboratory gowns should not be worn outside the laboratory. A changing area should be available where gowns can be stored. All laboratory staff, as well as all others entering the laboratory, must wear a gown. Protective laboratory clothing should not be stored in the same lockers or cupboards as street clothing. Extra gowns should be available in case of contamination.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

7.2 Respirators Respirators are not normally required for work in a TB laboratory. However, they may be recommended after a risk assessment if cultures are being manipulated within a TB-containment laboratory. Even if not worn regularly, respirators must be available in laboratories where culture manipulations are performed in case an accidental biohazard (such as a spill) occurs outside the BSC. Respirators should be included as part of a laboratory’s spill clean-up kit. Respirators should never be used as a substitute for a properly maintained and functioning BSC. N95 (United States Standard NIOSH N95) or FFP2 (European Standard EN149:2001) respirators should be worn if indicated by a risk assessment. Such respirators are lightweight, disposable devices that cover the nose and mouth and ﬁlter 94–95% of particles that are ≥0.3–0.4 µm. If respirators are used in a laboratory, all staff should be instructed and trained in their proper use and ﬁtting, and in their limitations. Ideally, staff should undergo a ﬁt test to ensure leakage does not occur. Respirators should not be used by people with facial hair. Respirators must be stored in a convenient, clean, dry and sanitary location, and must not be worn outside of the laboratory. Once a respirator has been put on, under no circumstances should the wearer touch the front of it. Staff should not place the respirator under their chin or on their head when answering the phone or talking. Respirators must be inspected before every use to ensure that there are no holes other than the punctures around the staples, and to ensure that no damage has occurred. (Enlarged holes resulting from ripped or torn ﬁlter material around staple punctures are considered to be damage.) Straps and valves must also be checked. A damaged respirator must be discarded and replaced immediately. Surgical masks are not respirators, are not certiﬁed as such and do not offer signiﬁcant protection to personnel performing aerosol-producing

diagnostic tests for TB. They are not designed to protect the wearer from inhaling small infectious aerosols and therefore should not be used.

7.2.1 Fitting a respirator Staff who use respirators must be trained. They should be taught to: • cup the respirator in one hand, with the nosepiece at the ﬁngertips; they should allow the headbands to hang freely; • position the respirator under the chin with the nosepiece upwards; pull the top strap over their head and place it high at the back of the head; pull the bottom strap over the head and position it around the neck below the ears; • place the ﬁngertips of both hands at the top of the metal nosepiece; using two hands, mould the nose area to the shape of their nose by pushing inward while moving their ﬁngertips down both sides of the nosepiece; pinching the nosepiece with only one hand may result in an improper ﬁt and less effective respirator performance; they should always use two hands.

7.2.2 Removing a respirator • Staff should remove their gloves and thoroughly wash their hands before removing respirators. Only the straps should be handled; staff should avoid touching the front of the respirator.

7.3 Gloves Gloves must be worn for all procedures that involve direct contact, or may involve accidental contact, with sputum, blood, body ﬂuids and other potentially infectious materials. After use, gloves should be removed aseptically and hands washed. Contaminated gloves (and unwashed hands) may be a source of infection for other staff members if they are used to handle or operate equipment in the laboratory (such as a centrifuge or telephone).

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Regular hand washing is essential to prevent many types of laboratory-acquired infections, including those caused by bloodborne pathogens. Disposable latex, latex-free vinyl (clear) or nitrile gloves can be used, and the correct size (small, medium or large) should be available for all individuals. Gloves should ﬁt as comfortably as possible and should cover the wrists. Disposable gloves must never be reused, and once they have been used they should be discarded with infectious laboratory waste. There must be a reliable supply of gloves. Gloves should not be worn outside the laboratory. Staff should remove gloves and wash their hands thoroughly with water and soap after handling infectious materials, working in a BSC, and before leaving the laboratory.

7.3.1 Removing gloves Laboratory staff should be trained to remove their gloves by following these steps: 1. peel one glove off by grasping it under the cuff and rolling the glove off the hand so that it comes off inside out. This keeps most of the contamination inside; 2. hold the used glove in the opposite stillgloved hand. Carefully slip exposed ﬁngers under the cuff of the gloved hand, being careful not to touch the surface of the contaminated glove. Peel the glove off, inside out, rolling it over the other used glove to form a bag of used gloves with contamination inside. 3. Dispose of the gloves properly and safely.

Box 6. Guidelines for the use of gloves and respirators according to the risk level of the tuberculosis (TB) laboratory This guidance summarizes the minimum requirements for the use of this equipment at the different biosafety levels in TB laboratories. Respirators Respirators are normally not required for work in TB laboratories but whether they are used depends on a risk assessment undertaken at the local level or national level. Such an assessment might recommend their use for laboratories manipulating cultures or performing drug-susceptibility testing (DST) within a containment laboratory. These aids must not be considered a replacement for working inside a biological safety cabinet (BSC). Gloves Gloves must be worn when handling any potentially infectious specimens or manipulating cultures containing tubercle bacilli. Personal protective equipment Respirators Surgical masks Low-risk TB laboratory Not required Moderate-risk TB laboratory Not required High-risk TB laboratory (containment laboratory) May be required following a risk assessment

Not designed to protect the user from inhaling infectious aerosols and therefore should not be used for respiratory protection Required Required Required

Gloves

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Plans for emergency preparedness and response 5. treatment and follow-up facilities that can receive exposed or infected persons 6. transport for exposed or infected persons 7. how emergency equipment will be provided, such as protective clothing, disinfectants, chemical and biological spill kits, decontamination equipment and supplies.

A written emergency preparedness plan for dealing with laboratory incidents and accidents is a necessity in any facility that works with or stores M. tuberculosis isolates.

8.1 Emergency preparedness plan The plan should provide operational procedures for: • responses to natural disasters, such as ﬁres, ﬂoods, earthquakes or explosions • risk assessments associated with any new or revised procedure • managing exposures and decontamination • emergency evacuation of people from the premises • emergency medical treatment of exposed and injured persons • medical surveillance of persons exposed to an incident • clinical management of persons exposed to an incident • epidemiological investigation • continuing operations after an incident. In developing this plan the following items should be considered for inclusion: 1. location of high-risk areas, laboratories and storage areas such as

8.2 Emergency response procedures for TB laboratories 8.2.1 Infectious spills (outside a biological safety cabinet) A spill of infectious material outside a BSC is considered a major event. Spills of infectious liquid will generate infectious aerosols. Everyone should immediately vacate the affected laboratory area. The laboratory manager should be informed of the incident immediately, and staff must be prevented from re-entering the laboratory for at least 1 hour to allow aerosols to be removed through the laboratory’s ventilation system and allow time for heavier particles to settle. Signs should be posted indicating that entry is forbidden during the clean-up procedure. Appropriate protective clothing and respiratory protection MUST be worn. The following spill clean-up procedure should be used. 1. Put on gloves, a protective laboratory gown and respirator. 2. Re-enter the affected area. 3. Cover the spill with cloth or paper towels to contain it. 4. Pour an appropriate disinfectant over the paper towels and the immediate surrounding area (generally, 5% bleach solutions are appropriate). 5. Apply disinfectant concentrically beginning at the outer margin of the spill and working towards the centre.

2. identiﬁcation of at-risk personnel and populations 3. identiﬁcation of procedures according to the level of risk 4. identiﬁcation of responsible personnel and their duties, such as the biosafety ofﬁcer, safety personnel, local health authority, clinicians, microbiologists, veterinarians, epidemiologists, ﬁre services and police services

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

6. Allow sufﬁcient time for the disinfectant to act before clearing away any material for disposal. If broken glass or other sharps are involved, use a dustpan or a piece of stiff cardboard to collect the material and place it in a puncture-resistant container for disposal. 7. Place other contaminated material in a sealed bag for appropriate disposal. 8. Clean and disinfect the area of the spill. Anyone who was exposed to the spill should be referred for medical advice; a record should be kept of the incident.

discarded in a puncture-resistant container and disposed of immediately. Decontaminate centrifuge buckets by soaking them in a suitable disinfectant. Do not use bleach to disinfect metal parts because it causes corrosion. Alternatively, buckets may be decontaminated by autoclaving.

8.3 Spill clean-up kit The laboratory manager is responsible for maintaining spill response kits. Two spill response kits should be prepared: one placed outside the containment laboratory and one placed inside the laboratory. The kits should include the items listed below. Spill response kit: • Hypochlorite solution stored in an opaque bottlea (or another suitable disinfectant) • Respirators (1 box) • Gloves (1 box ) • Laboratory gowns (4-6 disposable gowns) • Dustpan and brush (for disposal if necessary) • Chloramine tablets ( 10 tablets) • Paper towels • Soap • Sharps container • Biohazard bags • Goggles ( 2pairs) Hypochlorite in solution has a limited shelf life. For a large spill, it may be better to prepare the disinfectant solution at the time of clean up. a

8.2.2 Infectious spills (contained within a biological safety cabinet) When a spill of infectious material occurs within a BSC, a clean-up procedure should begin immediately, and the cabinet should continue to operate. 1. Place absorbent tissue over the spill area, and apply disinfectant solution liberally. 2. If the walls of the BSC have been splashed, clean with a layer of absorbent paper towel liberally soaked in disinfectant solution. 3. Leave affected areas covered with disinfectant for 30 minutes to 1 hour. 4. Carefully collect contaminated sharps material, and place in a puncture-resistant container for disposal. 5. Any equipment or reusable material (for example, centrifuge buckets) that has been splashed should be cleaned with the same disinfectant. 6. Electrical equipment should be checked carefully before it is used; check the integrity of circuit breakers and earth-fault interrupters. 7. Collect other contaminated material in a sealed bag for appropriate disposal.

8.2.3 Breakage of tubes inside sealed buckets (safety cups) Always use sealed centrifuge buckets, and load and unload them in a BSC. If breakage occurs during centrifuging, broken tubes must be

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

9. 1. 2.

References WHO handbook for guideline development. Geneva: World Health Organization, 2012. Laboratory biosafety manual, 3rd edition. Geneva: World Health Organization, 2004 (WHO/ CDS/CSR/LYO/2004.11). (Also available from http://www.who.int/csr/resources/ publications/biosafety/en/Biosafety7.pdf.) Laboratory biorisk management standard: CEN workshop agreement. Brussels, European Committee for Standardization, 2008 (CWA 15793:2008). (Also available from ftp://ftp. cenorm.be/public/CWAs/wokrshop31/CWA15793.pdf.) Styblo K. Epidemiology of tuberculosis. The Hague, Royal Netherlands Tuberculosis Association, 1991. Olsen AM et al. Infectiousness of tuberculosis. American Review of Respiratory Disease, 1967, 96:836–870. Qian Y et al. Performance of N95 respirators: reaerosolization of bacteria and solid particles. AIHA Journal, 1997, 58:876–880. Segal-Maurer S, Kalkut GE. Environmental control of tuberculosis: continuing controversy. Clinical Infectious Diseases, 1994, 19:299–308. Miller JM et al. Guidelines for safe work practices in human and animal medical diagnostic laboratories: recommendations of a CDC-convened, biosafety blue ribbon panel. MMWR Surveillance Summaries, 2012, 61(Suppl.):1-102. Rieder L et al. Priorities for tuberculosis bacteriology services in low-income countries, 2nd ed. Paris, International Union Against Tuberculosis and Lung Disease. 2007.

4. 5. 6. 7. 8.

10. Kim SJ et al. Risk of occupational tuberculosis in national tuberculosis programme laboratories in Korea. International Journal of Tuberculosis and Lung Diseases, 2007, 11:138–142.

11. Laboratory services in tuberculosis control. Part II: microscopy. Geneva, World Health Organization, 2008 (WHO/TB/98.258).

12. Acid-fast direct smear microscopy training package. Atlanta, GA, Centers for Disease Control and Prevention, 2006 (http://wwwn.cdc.gov/dls/ila/acidfasttraining, accessed 12 October 2012).

13. Five steps to risk assessment. London, Health and Safety Executive, 2011. (Also available from http://www.hse.gov.uk/risk/expert.htm.)

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

16. Tuberculosis infection-control in the era of expanding HIV care and treatment:

addendum to WHO guidelines for the prevention of tuberculosis in health care facilities in resource-limited settings. Geneva, World Health Organization, 1999 (Also available from http://whqlibdoc. who.int/hq/1999/WHO_TB_99.269_ADD_eng.pdf.)

17. Ventilated workstation manual for AFB smear microscopy: manufacturing, validation and user guide. Silver Spring, MD, Association of Public Health Laboratories, 2011 (http://www.aphl. org/aphlprograms/global/Documents/GH_2011July_VentilatedWorkstationGuidance.pdf, accessed 12 October 2012).

18. Standards Australia International. AS/NZS2252.1:1994, Biological safety cabinets – biological safety cabinets (Class I) for personal and environment protection. Sydney, Standards Australia International, 1994.

19. Standards Australia International. AS/NZS 2252.2:1994, Biological safety cabinets – laminar ﬂow biological safety cabinets (Class II) for personnel, environment and product protection, Sydney, Standards Australia International, 1994.

20. NSF/ANSI 49 – 2008. Biosafety cabinetry: design, construction, performance, and ﬁeld certiﬁcation. Ann Arbor, MI, NSF International, 2008.(Also available from http://standards. nsf.org/apps/group_public/download.php/3604/NSF_49-08e-rep-watermarked.pdf.)

21. BS EN 12469:2000. Biotechnology: Performance criteria for microbiological safety cabinets. London, British Standards Institution,2000.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Annex 1: Meeting participants Expert Group Jenny Allen Medical Research Council 491 Ridge Road, Durban 4000 South Africa Heather Alexander Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Daniela Cirillo Emerging Bacterial Pathogens Unit San Raffaele del Monte Tabor Foundation (HSR) Via Olgettina 60 20132- Milan Italy Philippe Dubois Cellule d’Intervention Biologique d’Urgence Institut Pasteur 25 rue du Docteur Roux 75015 Paris France Jean Joly Centre de Santé et de Services Sociaux de la Haute-Yamaska 250 boulevard Leclerc Oeust Granby, QC J2G 1T7 Canada Scott Kreitlein CUH2A 120 Peachtree Street, NE Atlanta, GA 30303 United States of America Knut Feldmann Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Christopher Gilpin International Organization for Migration Route de Morillons Geneva 1211 Switzerland Sang Jae Kim International Union Against Tuberculosis and Lung Disease (IUATLD) 101-703 Unjeongmaul, 621 Mabukri Guseongup, Yonginsi 449-560- Kyeonggido Republic of Korea Moses Joloba National TB Reference Laboratory Ministry of Health 16041, Plot 2 Lourdel Road 7062 - Wandegeya Uganda Paul Jensen Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Shana Nesby Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America CN Paramasivan Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland John Ridderhof Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Atlanta, GA 30333 United States of America Thomas M Shinnick Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Peter van’t Erve Particle Measurement and Validation (PMV) Kuipersweg 37 3446 JA Woerden The Netherlands

WHO Headquarters staff May Chu, International Health Regulations Sébastien Cognat, International Health Regulations Nicoletta Previsani, International Health Regulations Jean Iragena, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Veronique Vincent, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Karin Weyer, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening WHO Special Programme for Research and Training in Tropical Diseases (TDR) Andy Ramsay

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Annex 2: Declarations of Interest None declared John Ridderhof Thomas M Shinnick Knut Feldmann CN Paramasivan Daniela Cirillo Sang Jae Kim Christopher Gilpin Moses Joloba Shanna Nesby Jenny Allen Philippe Dubois Declared, insigniﬁcant (observer status) Jean Joly: Consultant for WHO Special Programme in Research and Training in Tropical Diseases (TDR) on syphilis in 2007. Paul Jensen: Employee of United States Centers for Disease Control and Prevention since 1987. Biosafety is a core function of his CDC role and he has published on the subject. He has never received ﬁnancial or in-kind support from commercial entities involved in biosafety. Declared, signiﬁcant (observer status) Peter van’t Erve: Employee Particle Measurement and Validation since 1989. This is a validation company for cleanrooms, laboratories, biosafety cabinets and laminar ﬂow cabinets. Scott Kreitlein: Employee at CUH2A since 2001. This is a laboratory architectural and engineering ﬁrm. Mr Kreitlein declared his involvement in the establishment of guidelines on biosafety.

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Annex 3: Peer review panel Heather Alexander Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Pawan Angra Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Daniela Cirillo Emerging Bacterial Pathogens Unit San Raffaele del Monte Tabor Foundation (HSR), Via Olgettina 60 20132- Milan Italy Gerrit Coetzee National Tuberculosis Reference Laboratory National Health Laboratory Service P.O. Box 1038 Cnr Hospital De Karte Street Braamfontein 2000 Johannesburg South Africa Edward Desmond Mycobacteriology and Mycology Section Microbial Diseases Laboratory California Dept. of Public Health 850 Marina Bay Parkway Richmond, CA 94804 United States of America Sara Irène Eyangoh Chargé de recherche Chef de service de Mycobactériologie LNR du PNLT Centre Pasteur du Cameroun BP 1274 Yaoundé Cameroon Knut Feldmann Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Rumina Hasan Department of Pathology and Microbiology Aga Khan University Stadium Road P.O. Box 3500 Karachi, 748000 Pakistan Moses Joloba National TB Reference Laboratory Ministry of Health 16041, Plot 2 Lourdel Road 7062 - Wandegeya Uganda Satoshi Mitarai Research Institute of Tuberculosis 3-1-24 Matsuyama Kiyose-Shi 204-8533 Tokyo Japan Rick O’Brien Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Daniel Orozco Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland CN Paramasivan Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland

TUBERCULOSIS LABORATORY BIOSAFETY MANUAL

Leen Rigouts Institute of Tropical Medicine Nationalestraat 155 B-2000 Antwerp Belgium Thomas M Shinnick Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Akos Somoskovi Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Maria Alice da Silva Telles TB National Reference Laboratory Centro de Referência Prof. Hélio Fraga Estrada de Curicica no. 2000 Jacarepaguà RJ 22780-192 Rio de Janeiro Brazil

Elsie Van Schalkwyk African Centre for Integrated Laboratory Training (ACILT) National Health Laboratory Service National Institute for Communicable Diseases 1 Modderfontein Rd Private Bag X8 Sandringham 2131 Johannesburg South Africa WHO Headquarters staff Nicoletta Previsani, International Health Regulations Magdi Samaan, International Health Regulations Jean Iragena, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Fuad Mirzayev, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Wayne van Gemert, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Christopher Gilpin, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening

Stop TB Department World Health Organization 20 Avenue Appia, 1211-Geneva-27, Switzerland Information Resource Centre HTM/STB: Email: tbdocs@who.int Website: www.who.int/tb

ISBN 978 92 4 150463 8

9 789 2 4 1 504 6 3 8

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

© Всемирная организация здравоохранения, 2013 г. Все права защищены. Публикации Всемирной организации здравоохранения имеются на веб-сайте ВОЗ (www.who.int) или могут быть приобретены в Отделе прессы ВОЗ, Всемирная организация здравоохранения, 20 Avenue Appia, 1211 Geneva 27 , Switzerland (тел.: +41 22 791 3264; факс: +41 22 791 4857; эл. почта: bookorders@who.int). Запросы на получение разрешения на воспроизведение или перевод публикаций ВОЗ - как для продажи, так и для некоммерческого распространения - следует направлять в Отдел прессы ВОЗ через веб-сайт ВОЗ (http://www.who.int/about/licensing/copyright_form/ en/index.html). Обозначения, используемые в настоящей публикации, и приводимые в ней материалы не отражают какого-либо мнения Всемирной организации здравоохранения относительно юридического статуса какой-либо страны, территории, города или района или их органов власти, либо относительно делимитации их границ. Пунктирные линии на географических картах обозначают приблизительные границы, в отношении которых пока еще может быть не достигнуто полное согласие. Упоминание конкретных компаний или продукции некоторых изготовителей не означает, что Всемирная организация здравоохранения поддерживает или рекомендует их, отдавая им предпочтение по сравнению с другими компаниями или продуктами аналогичного характера, не упомянутыми в тексте. За исключением случаев, когда имеют место ошибки и пропуски, названия патентованных продуктов выделяются начальными прописными буквами. Всемирная организация здравоохранения приняла все разумные меры предосторожности для проверки информации, содержащейся в настоящей публикации. Тем не менее, опубликованные материалы распространяются без какой-либо четко выраженной или подразумеваемой гарантии. Ответственность за интерпретацию и использование материалов ложится на пользователей. Всемирная организация здравоохранения ни в коем случае не несет ответственности за ущерб, возникший в результате использования этих материалов. Designed by GPS Publishing Printed in Italy WHO/HTM/TB/2012.11

Содержание Исполнительное резюме Участники процесса подготовки руководства Сокращения Введение 1. Оценка риска и классификация ТБ лабораторий 2. 3. 4. 1.1 Оценка риска для ТБ лабораторий: что это такое? 1.2 Выявление опасностей 1.3 Определение рисков 1.4 Мониторинг рисков и меры по их снижению 1.5 Программа по обеспечению гигиены труда персонала 1.6 Классификация ТБ лабораторий Основные меры обеспечения биобезопасности ТБ лабораторий 2.1 Кодексы практики 2.2 Оборудование 2.3 Конструктивные особенности и помещения 2.4 Обучение 2.5 Удаление отходов 2.6 Процедуры удаления контаминированных материалов ТБ лаборатории с низким уровнем риска 3.1 Факторы, которые увеличивают риск инфицирования 3.2 Отличительные характеристики и важнейшие минимальные меры биобезопасности ТБ лаборатории с умеренным уровнем риска 4.1 Факторы, которые увеличивают риск инфицирования 4.2 Отличительные характеристики и важнейшие минимальные меры биобезопасности V VI VII 1 6 6 7 7 11 12 12 14 14 18 18 19 20 22 23 23 23 27 27 28

5. ТБ лаборатории с высоким уровнем риска (изолированные ТБ лаборатории) 6. 7. 8. 5.1 Факторы, которые увеличивают риск инфицирования 5.2 Отличительные характеристики и требуемые меры биобезопасности Оборудование для обеспечения безопасности 6.1 Боксы биологической безопасности 6.2 Центрифуги с чашками безопасности 6.3 Автоклавы Средства индивидуальной защиты и одежда 7.1 Лабораторные халаты 7.2 Респираторы 7.3 Перчатки Планы обеспечения готовности к чрезвычайным ситуациям и принятия ответных мер 8.1 План обеспечения готовности к чрезвычайным ситуациям 8.2 Порядок действий при чрезвычайных ситуациях для ТБ лабораторий

31 31 31 34 34 41 41 44 44 45 46

48 48 48 51 53 53 55 56

9. Библиография 10. Приложение Приложение 1: Участники совещания Приложение 2: Декларации интересов Приложение 3: Группа по проведению коллегиальной экспертной оценки

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Исполнительное резюме После проведения технических консультаций между Всемирной организацией здравоохранения (ВОЗ) и Центрами по контролю и профилактике заболеваний Соединенных Штатов Америки (CDC) в Атланте, штат Джорджия, в сентябре 2008 года по вопросам стратегий, подходов и партнерств, которые могут быть введены в действие для повышения биобезопасности лабораторий во всем мире, в апреле 2009 года в штаб-квартире ВОЗ в Женеве было проведено совещание Группы экспертов для разработки руководства по биологической безопасности при проведении лабораторных процедур диагностики туберкулеза (ТБ). Члены группы экспертов представили декларации интересов, которые были рассмотрены юридической службой ВОЗ до проведения совещания. Целью этого совещания являлось достижение консенсуса в отношении основных принципов лабораторной практики и конструктивных особенностей, необходимых для установления минимальных критериев обеспечения биобезопасности при проведении диагностики ТБ с помощью микроскопии, культуральных исследований, тестирования на лекарственную чувствительность (ТЛЧ) и молекулярного тестирования в разных странах и эпидемиологических условиях. Настоящее руководство было разработано по результатам совещания Группы экспертов. Содержащиеся в нем рекомендации основаны на оценке рисков, связанных с различными техническими процедурами, выполняемыми в ТБ лабораториях разного типа. В руководстве описаны основные требования к помещениям и практическим методам работы, которые могут быть адаптированы к местным или национальным нормативным требованиям или приведены в соответствие с результатами оценки рисков. Оценка рисков требует тщательно взвешенных суждений: с одной стороны, недооценка рисков может подвергнуть лабораторный персонал воздействию опасных биологических факторов, однако, с другой стороны, применение более жестких мер снижения рисков, чем это необходимо, может создать излишнюю нагрузку на сотрудников лаборатории и увеличить расходы на создание и поддержание лабораторной инфраструктуры. При оценке рисков следует принимать во внимание уровень бактериальной нагрузки материалов (например, проб и культур), жизнеспособности бацилл, способность исследуемого материала образовывать аэрозоли во время изучения активности, рабочую нагрузку лаборатории, эпидемиологию данной болезни, а также состояние здоровья сотрудников лаборатории; при проведении оценки следует учитывать также другие факторы, которые могут повлиять на вероятность или последствия воздействия ТБ. Эти рекомендации предназначены для директоров и руководителей лабораторий и программ борьбы с ТБ, а также лаборантов, проводящих тестирование на ТБ, особенно в условиях высокой нагрузки и низкой обеспеченности ресурсами. В настоящем документе лаборатория или ее часть, где проводится тестирование на ТБ, именуется ТБ лабораторией. Эти рекомендации касаются лабораторий, проводящих определенные процедуры тестирования образцов, которые могут содержать Mycobacterium tuberculosis. В отношении любых других комбинаций патогенов и процедур процесс, аналогичный описанному в этой работе, может быть использован для определения мер предосторожности в отношении биологической безопасности. Настоящее руководство было одобрено Комитетом ВОЗ по обзору руководящих принципов1 в мае 2012 года. Во всех случаях, когда рекомендации отличаются от тех, которые содержатся в публикации ВОЗ Практическое руководство по биологической безопасности в лабораторных условиях, третье издание2, приводятся соответствующие пояснения. Оно предназначено служить в качестве источника дополнительной информации, а не замены национальных требований и стандартов в области биологической безопасности. Данные рекомендации не отменяют каких-либо местных или национальных норм или правил. Дата пересмотра: 2017 год

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Участники процесса подготовки руководства В написании данного руководства принимали участие: Christopher Gilpin (руководитель), Jean Iragena, Fuad Mirzayev, Wayne van Gemert, Karin Weyer Участники совместных международных технических консультаций CDC–ВОЗ биобезопасности лабораторий, 2–4 сентября 2008 г., Атланта, штат Джорджия, США: по

May Chu, Daniela Cirillo, Philippe Dubois, Christopher Gilpin, Paul Jensen, Shanna Nesby, Nicoletta Previsani, John Ridderhof, Thomas M Shinnick, Veronique Vincent, Karin Weyer. Участники совещания Группы экспертов в штаб-квартире ВОЗ, 8–9 апреля 2009 г., Женева, Швейцария: Jenny Allen, May Chu, Daniela Cirillo, Sébastien Cognat, Philippe Dubois, Knut Feldmann, Christopher Gilpin, Jean Iragena, Paul Jensen, Moses Joloba, Jean Joly, Sang Jae Kim, Scott Kreitlein, Shanna Nesby, CN Paramasivan, Nicoletta Previsani, John Ridderhof, Thomas M Shinnick, Andrew Ramsay, Peter van’t Erve, Veronique Vincent, Karin Weyer. Участники совещания группы технической оценки в штаб-квартире ВОЗ, 22–23 августа 2011 г., Женева, Швейцария: Heather Alexander, Pawan Angra, Daniela Cirillo, Gerrit Coetzee, Edward Desmond, Maria Alice da Silva Telles, Sara Irène Eyangoh, Knut Feldmann, Christopher Gilpin, Rumina Hasan, Jean Iragena, Moses Joloba, Fuad Mirzayev, Satoshi Mitarai, Richard O’Brien, Daniel Orozco, CN Paramasivan, Nicoletta Previsani, Leen Rigouts, Thomas M Shinnick, Akos Somoskovi, Magdi Samaan, Wayne van Gemert, Elsie Van Schalkwyk. Авторы хотели бы также выразить благодарность всем специалистам, принимавшим участие в подготовке публикации ВОЗ Практическое руководство по биологической безопасности в лабораторных условиях, третье издание, которое было использовано при составлении некоторых разделов данного документа. Подготовка и публикация данного документа стала возможной при финансовой поддержке Агентства Соединенных Штатов Америки по международному развитию (ЮСАИД) и Центров по контролю и профилактике заболеваний Соединенных Штатов Америки.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

vii

Сокращения КВЧ КУБ БББ ТЛЧ HEPA МЛУ-ТБ ШЛУ-ТБ кратность воздухообмена в час кислотоустойчивые бактерии бокс биологической безопасности тестирование на лекарственную чувствительность фильтр тонкой очистки воздуха туберкулез с множественной лекарственной устойчивостью туберкулез с широкой лекарственной устойчивостью

Определения терминов Процедура, сопровождающаяся образованием аэрозолей Процедуры, связанные с высоким риском образования аэрозолей, которые могут усиливать вероятность образования капельных частиц под воздействием механической силы в ходе процедуры (например, при пипетировании, интенсивном перемешивании, центрифугировании или смешивании). Передача заболевания в результате распространения капельных частиц, находящихся во взвешенном состоянии в воздухе и содержащих инфекционные микроорганизмы. Величина, значение которой показывает, сколько раз в течение одного часа воздух в лабораторном помещении полностью удаляется и заменяется чистым воздухом. Небольшая комната, ведущая из одной части лаборатории в другую часть (например, в изолированную ТБ лабораторию). Использование комплекса мер административного контроля, принципов обеспечения изоляции, лабораторной практики и процедур, оборудования для обеспечения безопасности, мер обеспечения готовности к чрезвычайным ситуациям и лабораторного оборудования для обеспечения безопасной работы лабораторного персонала с инфекционными микроорганизмами. Высохшие остатки капель диаметром меньше 5 мкм. Воздух, удаленный из лаборатории и не подвергающийся рециркуляции. Надлежащие микробиологические методы включают методы асептики и другие практические методы, которые однозначно не определены, однако необходимы для предупреждения контаминации лаборатории агентами, с которыми они работают, а также предупреждения контаминации рабочих поверхностей агентами из окружающей среды.

Передача воздушно-капельным путем Кратность воздухообмена в час (КВЧ) Вестибюль

План обеспечения биобезопасности

Капельные частицы Уделяемый воздух (вытяжка) Надлежащие микробиологические методы

viii

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Опасность

Любой фактор, который способен причинить вред, независимо от того, насколько велика вероятность или отсутствие вероятности того, что это может случиться. Сочетание механической и естественной вентиляции (называемая также комбинированной вентиляцией). Взвесь частиц, содержащих инфекционные агенты, которые могут приводить к инфицированию в результате вдыхания. Лабораторные куртки обычно имеют длинные рукава и застегиваются спереди. Их следует носить при работе в условиях, когда имеется низкий или средний уровень риска заболевания туберкулезом (ТБ). Эти халаты должны иметь длинные рукава с манжетами на резинке (длиной не менее 30 мм) и застегиваться сзади. Должны иметься халаты разных размеров для сотрудников. Халаты следует использовать для работы в условиях, где имеется высокий уровень риска заболевания ТБ. Если лаборант работает стоя, длина халата должна быть ниже высоты рабочего места; халат должен полностью закрывать колени лаборанта, когда он или она сидит. Использование естественных факторов для подачи и распределения наружного воздуха в лабораторию и из нее. В механической системе вентиляции вытяжной вентилятор для удаления лаборатории. используется воздуха из

Г ибридная вентиляция Инфекционный аэрозоль

Лабораторные куртки

Лабораторные халаты

Естественная вентиляция Механическая система вентиляции

Отсек

Отсек – это пространство в верхнем отделе бокса биологической безопасности, где часть воздуха выводится из бокса, а оставшаяся часть подается в рабочую зону. Сочетание вероятности и последствий наступления события, связанного с конкретным опасным фактором. Процесс оценки риска или рисков, обусловленных тем или иным опасным фактором или опасными факторами, принимая во внимание адекватность существующих мер контроля; данный процесс также включает принятие решений о том, является ли данный риск приемлемым. Процесс, в ходе которого уничтожаются все классы микроорганизмов и спор. Система вентиляция обеспечивает поступление наружного воздуха в здание или лабораторное помещение, а также распределение воздуха в лаборатории. В отношении мер обеспечения биобезопасности целью вентиляции в зданиях является подача здорового воздуха для дыхания путем разбавления чистым воздухом любых потенциальных аэрозолей, образовавшихся в лаборатории, а также путем обеспечения потока воздуха такой интенсивности, которая позволять осуществлять воздухообмен с заданной скоростью.

Риск Оценка риска

Стерилизация Вентиляция

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Введение Обеспечение биобезопасности лабораторий является процессом, в котором используется комплекс мер административного контроля, принципов обеспечения изоляции, лабораторной практики и процедур, оборудования для обеспечения безопасности, мер обеспечения готовности к чрезвычайным ситуациям и лабораторного оборудования для безопасной работы лабораторного персонала с инфекционными микроорганизмами; целью обеспечения биобезопасности также является предотвращение непреднамеренного воздействия патогенов или их случайного высвобождения. В настоящем руководстве приводится описание минимальных мер обеспечения биобезопасности, которые должны быть введены в действие в лабораториях различного уровня, где проводится тестирование на туберкулез (ТБ) для снижения риска внутрилабораторных инфекций. Рекомендации и подходы, описанные в настоящем руководстве, не должны заменять собой имеющиеся в отдельных странах рекомендации по обеспечению биобезопасности, в которых уже содержатся конкретные требования в отношении ТБ лабораторий и процедур. Настоящее руководство предназначено для использования директорами лабораторий, руководителями, специалистами в области биобезопасности и программами в качестве источника информации и пособия для введения в действие минимальных требования в отдельных лабораториях и сетях лабораторий, выполняющих лабораторное тестирование и процедуры, связанные с диагностикой ТБ. Оценка риска является подходом, который способствует принятию во внимание уровня риска и позволяет разработать надлежащие практические методы работы в лабораториях на основании уникального сочетания процедур тестирования, квалификации сотрудников и технического оснащения в каждой из лабораторий. Хотя в оптимальном случае оценка риска должна проводиться на уровне отдельной лаборатории, такая возможность может отсутствовать, особенно в десятках тысяч периферийных лабораторий, которые выполняют процедуры относительно низкого уровня риска в странах с высоким бременем ТБ и ограниченным объемом ресурсов для оказания поддержки и контроля на местах. Таким образом, в настоящем руководстве приводятся практические рекомендации для сетей ТБ лабораторий с уделением особого внимания конкретным процедурам, таким как микроскопия, культуральные исследования, тестирование на лекарственную чувствительность (ТЛЧ) и молекулярное тестирование. Процесс подготовки биобезопасности руководства по

Настоящее руководство по биологической безопасности ТБ лабораторий подготовлено на основе публикации ВОЗ Практическое руководство по биологической безопасности в лабораторных условиях, третье издание2. Его содержание было определено по итогам технических консультаций между Всемирной организацией здравоохранения (ВОЗ) и Центрами по контролю и профилактике заболеваний Соединенных Штатов Америки (CDC) (сентябрь 2008 г.), совещания Группы экспертов по вопросам биологической безопасности при проведении лабораторных процедур в отношении ТБ (апрель 2009 г.) и консенсуса, достигнутого внешними экспертами при проведении независимого обзора (август 2011 г.). Основное внимание в руководстве уделяется решению конкретных потребностей программ борьбы с ТБ и обеспечению введения в действие эффективных мер биобезопасности для многоуровневых систем ТБ лабораторий. В то же время, настоящее руководство следует использовать совместно с Практическим руководством ВОЗ по биологической безопасности в лабораторных условиях, поскольку в нем приводятся общие аспекты обеспечения биобезопасности лабораторий, такие как обращение с опасными химическими веществами, конкретно не касающимися ТБ лабораторий, меры безопасности при пожаре и связанные с другими опасными факторами, перевозка инфекционных материалов и обучение персонала.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Совещание Группы экспертов Совещание Группы экспертов было проведено в Женеве, Швейцария. В предварительных обсуждениях и последующих дискуссиях, в ходе которых были подготовлены рекомендации, принимали участие только участники, которые лично присутствовали на совещании. Его отдельные участники были отобраны в состав Группы экспертов в целях представления и обеспечения должного баланса различных точек зрения, имеющих важное значение и необходимых для составления руководства по биобезопасности лабораторий конкретно в отношении ТБ. В состав Группы экспертов входили технические специалисты, конечные пользователи, изготовители боксов биологической безопасности и специалисты по биобезопасности. (Список членов группы приводится в Приложении 1.) Декларации интересов Члены Группы экспертов заполнили декларации интересов. Их ответы приводятся в Приложении 2. Они были рассмотрены юридической службой ВОЗ до проведения совещания, и представленные заявления были кратко изложены председателем Группы экспертов в начале работы совещания. Представители двух компания (Peter van’t Erve и Scott Kreitlein) заявили о наличии значительного конфликта интересов, в связи с чем им был присвоен статус наблюдателей; они не принимали

участия в подготовке каких-либо рекомендаций, содержащихся в настоящем руководстве. Процесс внешней коллегиальной экспертной оценки Внешняя техническая оценка данного руководства была проведена в штаб-квартире ВОЗ. Были рассмотрены в тех случаях, когда это было возможно, вопросы, вызывавшие озабоченность партнеров, и полученные результаты были использованы при подготовке настоящего руководства. Список лиц, принимавших участие в процессе коллегиальной экспертной оценки, приводится в Приложении 3. Обоснование и процесс Обоснование причин отклонений от предыдущего руководства приводится в следующем разделе. Кроме того, использовались текстовые вставки, озаглавленные «Рекомендация Группы экспертов», для пояснений, где и почему текущие рекомендации отличаются от Практического руководства ВОЗ по биологической безопасности в лабораторных условиях.

Процесс синтезирования фактических данных и разработки этих рекомендаций был рассмотрен и одобрен Комитетом ВОЗ по обзору руководящих принципов1 в мае 2012 года. Сроком для проведения следующего пересмотра установлен 2017 год.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Чем настоящее руководство отличается от Практического руководства ВОЗ по биологической безопасности в лабораторных условиях, третье издание Оценка риска проведения процедур для сетей ТБ лабораторий В Практическом руководстве ВОЗ по биологической безопасности в лабораторных условиях2 рекомендуется проводить оценку риска по каждой отдельной лаборатории для определения надлежащей практики, подходов и мер предосторожности. Настоящее руководство отличается тем, что в нем представлены практические рекомендации, основанные на лабораторных процедурах, используемых конкретно для диагностики ТБ, которые обычно проводятся на различных уровнях противотуберкулезных служб. Эти рекомендации должны служить руководством для национальных референс-лабораторий по диагностике ТБ, которые осуществляют руководство национальными или региональными сетями ТБ лабораторий, обеспечивая лучшее понимание ими рисков, связанных с выполнением определенных процедур; эти рекомендации должны также позволять национальным референс-лабораториям вводить в действие надлежащую практику соблюдения требований биобезопасности при наличии соответствующих технических возможностей, а также обеспечивать выполнение стандартного набора диагностических тестов на ТБ сотрудниками, обладающими должной квалификацией. Многие места с ограниченным объемов ресурсов и высоким бременем заболеваний располагают недостаточными знаниями и опытом в области биобезопасности для того, чтобы позволить национальным программам проводить индивидуализированную оценку рисков во всех лабораториях. В целях оказания содействия этим программам проводился консультативный процесс достижения консенсуса для оценки рисков, обычно выявляемых в ТБ лабораториях в таких местах, а также для разработки минимальных стандартов, обеспечивающих безопасное проведение лабораторного тестирования на ТБ. Стандарты, использованные для разработки рекомендаций В 2008 г. Европейский комитет по стандартизации опубликовал стандарт по управлению лабораторными биорисками CWA 15793,3 главное внимание в котором уделялось основным факторам, которые следует принимать во внимание для успешного создания и введения в действие систем управления биорисками. Этот стандарт поддерживает использование подхода, основанного на оценке рисков, и в нем не применяются классификации рисков в отношении биологических агентов или лабораторной безопасности, а также уровней изоляции, описанные в Практическом руководстве ВОЗ по биологической безопасности в лабораторных условиях. Принципы, установленные в CWA 15793, были использованы при подготовке настоящего руководства по биобезопасности. Они указывают на минимальные требования для противотуберкулезных учреждений, выполняющих диагностические процедуры. Использование классификаций по группам рисков В Практическом руководстве по биологической безопасности в лабораторных условиях странам рекомендуется разрабатывать национальные или региональные классификации микроорганизмов по группам риска. Отнесение какого-либо патогена к определенной группе риска может меняться в зависимости от географического расположения или штамма ввиду различий в эпидемиологических характеристиках данного патогена среди местного населения или в связи с риском внутрилабораторного инфицирования. Важно принимать во внимание, что отдельные лица в лаборатории могут иметь разные уровни восприимчивости к развитию ТБ в случае их инфицирования, и лишь у небольшой доли инфицированных лиц развивается активная форма болезни на протяжении их жизни4. Люди

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

со сниженным иммунитетом, например, в связи с ВИЧ-инфекцией или беременностью, могут подвергаться повышенному риску развития ТБ, что может потребовать дополнительных мер предосторожности. Т аким образом, в соответствии со стандартом CWA 15793, в настоящем руководстве применяется подход, основанный на оценке рисков, который не предусматривает классификацию рисков в отношении биологических агентов или лабораторной безопасности, или же уровней изоляции, как описано в Практическом руководстве по биологической безопасности в лабораторных условиях. Определение уровня биобезопасности В Практическом руководстве по биологической безопасности в лабораторных условиях приводится четырехуровневая система классификации биобезопасности. Определение уровня биобезопасности лабораторий производится с учетом их назначения, конструкции, используемого оборудования и средств, практики и оперативных процедур, необходимых для работы с агентами, относящимися к различным группам риска. Иногда ошибочно предполагается, что если микроорганизм отнесен к определенной группе риска (например, к группе риска 3), для проведения безопасной работы с ним требуется лаборатория с аналогичным уровнем биобезопасности (т.е. третьего уровня биологической безопасности). Однако, исходя из требований конкретной выполняемой процедуры и других факторов, может быть более целесообразным использовать более высокий или более низкий уровень биобезопасности (см. Г лаву 1 настоящего руководства). В Практическом руководстве по биологической безопасности в лабораторных условиях говорится, что уровень биобезопасности, предписанный для конкретных проводимых работ, устанавливается по заключению специалистов, основанному скорее на оценке рисков, чем на автоматическом распределении уровней лабораторной биобезопасности в соответствии с отдельными группами риска, к которым отнесены используемые патогенные агенты. Подход, разработанный в настоящем

руководстве, основывается на рекомендациях, содержащихся в Практическом руководстве по биологической безопасности в лабораторных условиях, и использует процедурный подход к оценке рисков. ТБ является инфекционным заболеванием, передающимся преимущественно воздушно-капельным путем4. Вместо отнесения некоторых процедур к определенному уровню биобезопасности, настоящее руководство определяет минимальные требования, необходимые для снижения рисков, связанных с выполнением определенной процедуры, принимая во внимание риск образования аэрозолей, имеющиеся технические возможности и оборудование, практику и процедуры, требуемые для сдерживания инфекции. Снижение рисков Использование безопасности боксов биологической

Внутрилабораторные инфекции часто возникают в результате непреднамеренного образования инфекционных аэрозолей, содержащих туберкулезные бациллы. В лабораториях, проводящих тестирование на ТБ, наиболее важным фактором опасности (или риска) является образование инфекционных аэрозолей, поскольку инфицирование Mycobacterium tuberculosis происходит преимущественно путем вдыхания инфекционных аэрозолей, хотя оно может происходить также путем прямой инокуляции или приема внутрь. Инфекционные аэрозоли могут образовываться при работе с жидкостями, содержащими туберкулезные бациллы. После оседания на поверхностях капельные частицы вновь не переходят в аэрозольное состояние и считаются неинфекционными5,6,7. Таким образом, бактерии M. tuberculosis обычно передаются только по воздуху, а не при контакте с поверхностями8. При оценке риска образования аэрозолей следует принимать во внимание два важных фактора: бактериальную нагрузку материалов, с которыми ведется работа, и вероятность образования инфекционных аэрозолей из данного материала. В образцах мокроты (которая чаще всего используется для

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

тестирования на ТБ) бактериальная нагрузка колеблется от 0 (до 90% диагностических образцов) до 103 -104/мл в мазке мокроты, который классифицируется как «скудный» и до 106/мл в образце, классифицируемом как 3+9. В культуре, выращенной из образца мокроты, бактериальная нагрузка может превышать 108/мл. В связи с тем, что образцы мокроты являются вязкими, вероятность образования инфекционных аэрозолей при работе с такими образцами намного ниже, чем вероятность образования инфекционных аэрозолей из жидких культур. Таким образом, риск при работе непосредственно с образцом мокроты значительно ниже, чем при работе с материалами клеточных культур. Настоящее руководство отличается от Практического руководства ВОЗ по биологической безопасности в лабораторных условиях тем, что, согласно сделанному в нем выводу, использование боксов биологической безопасности (БББ) не обязательно при выполнении прямой микроскопии мазка мокроты. Группа экспертов признала, что инфицирование M. tuberculosis представляет собой доказанный риск для лабораторного персонала, а также для других лиц, которые

могут подвергаться действию инфекционных аэрозолей, образующихся при некоторых процедурах. Имеются ограниченные данные в отношении рисков, связанных с конкретными процедурами, проводимыми в ТБ лабораториях. В ретроспективном исследовании в Корее10 было показано, что относительный риск инфицирования ТБ для лаборантов, выполняющих микроскопию мазка для выявления кислотоустойчивых бактерий (КУБ), по сравнению с общепопуляционным риском, составлял 1,4 (95% доверительный интервал [ДИ] 0,2–10,0); для лаборантов, выполняющих тестирование на лекарственную чувствительность (ТЛЧ) риск составлял 21,5 (95% ДИ 4,5–102,5). Группа экспертов пришла к выводу, что использование БББ не обязательно при выполнении прямой микроскопии мазка мокроты. Группа экспертов установила, что при соблюдении надлежащих микробиологических методов прямая микроскопия мазка мокроты связана с низким риском образования инфекционных аэрозолей, в связи с чем такие процедуры могут выполняться на открытых столах, при условии наличия адекватной вентиляции. Эта рекомендация соответствует предыдущим руководствам11,12.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

1. Оценка риска и классификация ТБ лабораторий 1.1 Оценка риска для ТБ лабораторий: что это такое? Четырехступенчатая система классификации уровней биобезопасности (1–4), описанная в Практическом руководстве ВОЗ по биологической безопасности в лабораторных условиях2 дает общее представление об основных концепциях обеспечения биобезопасности для разработки национальных и международных кодексов практики. Задачей руководителей программ борьбы с ТБ и сотрудников лабораторий, особенно в условиях ограниченности ресурсов, является разработка на основе общих принципов распределения по группам риска и уровням безопасности конкретных мер предосторожности, соответствующих условиям работы в стране. Таким образом, использование уровней биологической безопасности 1-4 при описании потребностей ТБ лаборатории привело к неопределенности представлений о том, какие меры предосторожности необходимы. Решения о том, какие меры обеспечения биобезопасности для конкретной лаборатории являются наиболее целесообразными, должны приниматься с помощью подхода, основанного на оценке рисков, при котором рассматриваются различные виды процедур, выполняемых в лаборатории. Оценка рисков требует тщательно взвешенных суждений: с одной стороны, недооценка рисков может привести к возникновению опасных биологических факторов, однако, с другой стороны, применение более жестких мер обеспечения безопасности, чем это фактически необходимо, может создать излишнюю нагрузку – как финансового характера, так и с точки зрения кадровых ресурсов - на сотрудников лаборатории и органы управления. При оценке рисков для ТБ принимаются во внимание: лабораторий • путь передачи ТБ; • возможность образования инфекционных аэрозолей при работе с материалами и проведении манипуляций, требуемых для выполнения каждой процедуры; • количество операций в каждой методике, потенциально способных приводить к образованию аэрозолей; • рабочая нагрузка лаборатории отдельных сотрудников; • местонахождение лаборатории; • эпидемиология болезни и контингент пациентов, обслуживаемых данной лабораторией; • уровень опыта и квалификации лабораторного персонала; • состояние здоровья сотрудников лаборатории (особенно ВИЧположительных лаборантов). Кроме того, следует принимать во внимание способность лабораторного персонала контролировать опасные факторы. Эта способность будет зависеть от уровня компетентности, технической квалификации и микробиологической практики всех работников лаборатории; операционной пригодности изоляционного оборудования; средств обеспечения безопасности помещения; и должного использования надлежащих стандартных процедур работы. Во Вставке 1 приводится детальная информация об оценке риска, связанного с проведением процедур. В Таблице 1 и Таблице 2 приводится краткая информация о факторах, которые следует принимать во внимание при оценке рисков для ТБ лабораторий в целом, а также рисков, связанных с выполнением различных процедур в ТБ лабораториях. Эти соображения были использованы Группой экспертов для определения минимальных требований биобезопасности, необходимых для выполнения различных процедур в ТБ лабораториях. Руководитель лаборатории отвечает на и

• уровень бактериальной нагрузки материалов (например, образцов мокроты и культур), а также жизнеспособность бацилл ТБ;

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

соблюдение описанных в настоящем руководстве минимальных мер предосторожности для обеспечения биобезопасности, а также за наличие надлежащих стандартных операционных процедур, оборудования и технических средств для выполнения работы. Меры предосторожности для обеспечения биобезопасности лаборатории должны периодически анализироваться и, при необходимости, пересматриваться, особенно после введения новых процедур и методов. Для обеспечения максимальной безопасности при выполнении работы результаты оценки рисков следует использовать для определения надлежащего лабораторного оборудования, средств личной защиты, а также конструктивных особенностей помещений, которые следует включать в стандартные операционные процедуры в отношении всех процедур, выполняемых в лаборатории.

насколько велика вероятность или отсутствие вероятности того, что это может случиться. Опасность может представлять физическая ситуация (например, пожар или взрыв), вид деятельности (например, пипетирование) или материал (например, аэрозоли, содержащие инфекционные микроорганизмы). Если опасности не будут эффективно выявлены, будет невозможно правильно оценить риски, связанные с лабораторией и ее деятельностью.

1.3 Определение рисков Риском является сочетание вероятности возникновения конкретной опасности и последствий наступления события, связанного с конкретным опасным фактором. Риски должны быть выявлены и отнесены к определенным категориям. Следует также определить, какие риски должны контролироваться или быть сведены к минимуму. Анализ рисков, связанных с образованием аэрозолей, которые описаны в настоящем руководстве, привел к разработке минимальных требований биобезопасности, необходимых для выполнения различных процедур в ТБ лабораториях.

1.2 Выявление опасностей Опасностью является любой фактор, который способен причинить вред, независимо от того,

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Вставка 1. Как проводить оценку процедурного риска лабораторных исследований при туберкулезе (ТБ) Оценка риска является субъективным процессом, требующим принятия во внимание опасных свойств микроорганизмов и процедур; иногда суждения основываются на неполной информации. Оценка риска является просто внимательным изучением того, что в вашей работе может причинить вред людям; эта оценка дает вам возможность решить, были ли вами приняты достаточные меры предосторожности или следует сделать больше для предотвращения вреда13. Сотрудники лаборатории и другие люди имеют право на защиту от вреда, нанесенного в результате непринятия надлежащих мер контроля. Хотя стандартного подхода к проведению оценки риска не существует, при осуществлении этого процесса можно руководствоваться следующими шагами. 1. Выявление опасностей, являющихся внутренне присущими. Разные штаммы ТБ связаны с факторами разного уровня, представляющими опасность для отдельных лиц и всего общества. Лекарственно устойчивые штаммы ТБ, особенно штаммы с множественной лекарственной устойчивостью (МЛУ)a и широкой лекарственной устойчивостью (ШЛУ) b, связаны с большими рисками в связи с большим уровнем вреда, который может быть нанесен инфицированному человеку, поскольку возможные схемы лечения могут быть ограниченными или менее эффективными. Лаборатории, работающие со штаммами, которые с большей вероятностью могут быть лекарственно устойчивыми – в результате либо отбора пациентов, либо существующей эпидемиологической ситуации – должны рассмотреть возможность введения мер предосторожности более высокого уровня. 2. Принятие решения о том, кому может быть нанесен вред и каким образом. Основные процедурные риски в ТБ лаборатории связаны с образованием аэрозолей, которые могут попасть внутрь при вдыхании их сотрудниками лаборатории. Эти аэрозоли связаны с определенными процедурами, и вероятность их образования зависит от частоты проведения тестирования или рабочей нагрузки, консистенции материала и его предрасположенности к образованию аэрозолей (например, вязкие жидкости в сравнении с сухими твердыми веществами), бактериальной нагрузки материалов, а также жизнеспособности бактерий. Важно также понимать, что восприимчивость к ТБ у отдельных сотрудников лаборатории может быть разной. Лица со сниженным иммунитетом – в результате приема некоторых лекарственных препаратов, наличия ВИЧ-инфекции или беременности – могут повергаться большему риску инфицирования ТБ. Если лица со сниженным иммунитетом работают в ТБ лаборатории, важно проконсультироваться к врачом-профпатологом, квалифицированным в области ТБ. 3. Оценка рисков и принятие решений в отношении мер предосторожности. a. Определение пригодности физической инфраструктуры. Окончательное определение соответствующего уровня риска ТБ и каких-либо дополнительных мер предосторожности, которые могут быть необходимы, требует досконального понимания методов работы, оборудования для обеспечения безопасности и средств защиты в лаборатории. Если оценка риска указывает на необходимость изменения средств защиты, предназначенных для выбранного уровня ТБ риска, специалист, имеющий опыт работы в области управления биорисками, должен подтвердить это мнение в качестве независимого эксперта и предоставить руководителю соответствующую информацию и рекомендации до принятия мер усиления второго контура защиты объекта.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

b. Оценка уровня квалификации персонала в соблюдении правил техники безопасности. Защита сотрудников лаборатории и других лиц, связанных с ее работой, прежде всего, будет зависеть от самих сотрудников лаборатории. При проведении оценки риска руководитель лаборатории должен обеспечить, чтобы работники обладали технической квалификацией в использовании надлежащих микробиологических методов и требуемого оборудования для безопасного обращения с потенциально инфекционными материалами, а также располагали навыками для поддержания высоких стандартов деятельности при выполнении своей работы. Обеспечение того, чтобы работник был компетентным, имел опыт обращения с инфекционными агентами, владел методами асептики и умел пользоваться боксами биологической безопасности (БББ), был способен принимать ответные меры при чрезвычайных ситуациях и проявлял желание брать на себя ответственность за защиту самих себя и других людей, дает важную гарантию того, что сотрудник лаборатории сможет соблюдать меры безопасности в работе. c. Оценка технического состояния оборудования для обеспечения безопасности. Руководитель лаборатории должен обеспечить, чтобы необходимое оборудование техники безопасности имелось в наличии, было сертифицировано квалифицированным специалистом на предмет правильного функционирования и регулярно проверялось на пригодность к эксплуатации. Например, БББ, который не был сертифицирован, представляет собой серьезный риск для работающих с ним сотрудников и других работников лаборатории. Кроме того, сотрудники лаборатории должны быть обучены простым методам ежедневной проверки правильности работы лабораторного оборудования. Например, они должны проверять, чтобы крышки центрифужных стаканов не имели трещин и чтобы уплотнительные кольца были на своих местах и не были повреждены. Следует ежедневно проверять БББ, чтобы убедиться в правильном поступлении воздуха в каждый бокс. 4. Регистрация полученных результатов и принятия мер предосторожности. Результаты оценки риска и меры предосторожности, которые должны быть приняты, следует документировать в рамках всех стандартных операционных процедур. Результаты оценки риска будут показывать, что была проведена надлежащая проверка и что лица, подвергающиеся риску в связи с выполнением определенных процедур, были выявлены. Хотя такие опасные факторы, как образование аэрозолей, в ТБ лаборатории не могут быть полностью исключены, следует применять разумные меры предосторожности с тем, чтобы уровень остаточного риска был невысоким. 5. Изучение и, при необходимости, обновление результатов оценки. Процедуры и методы работы, потенциально связанные с риском, следует периодически анализировать; это должно стать стандартным протоколом, что позволит внедрять или обеспечивать соблюдение методов безопасной лабораторной практики. Уже имеющиеся меры обеспечения биобезопасности должны анализироваться, по меньшей мере, один раз в год; при необходимости, их следует пересматривать по результатам оценки риска, а также после введения любой новой процедуры или методики. a

МЛУ-ТБ: определяется как ТБ, вызываемый штаммами Mycobacterium tuberculosis, которые являются устойчивыми, как минимум, к изониазиду и рифампицину. ШЛУ-ТБ: определяется как МЛУ-ТБ, который проявляет устойчивость также к фторхинолону и, как минимум, к одному инъекционному препарату второй линии (амикацину, канамицину или капреомицину).

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Таблица 1. Факторы, которые следует принимать во внимание при проведении оценки процедурного риска для определения необходимых мер предосторожности в лабораториях, получающих образцы для тестирования на туберкулез (ТБ) Факторы, касающиеся всех ТБ лабораторий Патогенность Следует принимать во внимание Смертность от ТБ при отсутствии лечения составляет 30–50%; примерно 30% лиц, находящихся в длительном контакте c больным ТБ, становятся инфицированными; у 5–10% инфицированных лиц развивается ТБ Вдыхание инфекционных капельных частиц (редко Прием внутрь, прямая инокуляция Туберкулезные бациллы могут оставаться жизнеспособными в окружающей среде длительное время Примерно 10 бацилл, поступающих в организм человека путем вдыхания;a в исследованиях на животных инфицирующие дозы колеблются от 1 до 1000 микроорганизмов, в зависимости от восприимчивости видов

Основной путь передачи Вторичные пути передачи встречающиеся в лабораториях) Стабильность

Инфицирующая доза

Восприимчивость иммунокомпетентных лиц У 5–10% инфицированных иммунокомпетентных к заболеванию ТБ лиц развивается ТБ в течение жизни Восприимчивость лиц с ослабленным ТБ развивается у 5–10% инфицированных лиц с иммунитетом к заболеванию ТБ ослабленным иммунитетом в год Риск внебольничного инфицирования ТБ в местах высокой распространенности заболевания Эффективная вакцина Высокий риск

Отсутствует

Эффективное лечение болезни, вызванной Да штаммами, чувствительными к разным лекарственным средствам Эффективное лечение штаммов МЛУ Эффективное лечение штаммов ШЛУ Да, хуже поддается лечению, чем чувствительные штаммы Небольшое число вариантов лечения

МЛУ – множественная лекарственная устойчивость; ШЛУ – широкая лекарственная устойчивость. a

Экстраполировано по результатам исследований на животных.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Таблица 2. Факторы, которые следует принимать во внимание при проведении оценки риска для определения необходимых мер предосторожности при проведении конкретных процедур в ТБ лабораториях различного уровня Факторы, которые изменяются в зависимости от процедуры или типа лаборатории Процедура Прямая микроскопия мазка мокроты 1.4 (0.2–10.0) Обработка образцов для культуральных исследований 7.8 (1.7–34.9) Работа с культурами ТЛЧ 22 (4.5–102.5)

Относительный риск (95% ДИ) внутрилабораторного инфицирования ТБ среди лабораторного персонала по сравнению с лицами вне лаборатории10 Бактериальная нагрузка исследуемых материалов ТБ бацилл

Переменная

Всегда высокая: >108/мл Высокая

Жизнеспособность ТБ бацилл

Неопределенная, но считается высокой Низкая

При обработке могут погибать 90% бацилл ТБ Умеренная

Вероятность того, что манипуляции, требуемые для каждой процедуры, способны вызывать образование инфекционных аэрозолей9,10

Высокая

ДИ – доверительный интервал; ТЛЧ – тест на лекарственную чувствительность.

На основании своих оценок процедурных рисков, обычно наблюдаемых в ТБ лабораториях с ограниченными ресурсами в условиях высокой распространенности заболевания, Группа экспертов разработала минимальные требования, необходимые для обеспечения безопасности сотрудников, выполняющих различные процедуры, используемые для диагностики ТБ. При наличии возможности, каждая лаборатория должна проводить свою собственную оценку риска для определения того, какие дополнительные меры следует принять для обеспечения достаточной защиты сотрудников лаборатории. Рекомендации, описанные в настоящем документе, предназначены служить источником информации для национальных стратегий, в связи с чем они не отменяют и не заменяют каких-либо местных или национальных норм или правил. Минимальные требования, необходимые для снижения риска в ТБ лабораториях, описаны в главах 3, 4 и 5.

1.4 Мониторинг рисков и меры по их снижению Руководитель лаборатории должен проводить регулярные проверки в целях мониторинга рисков и мер контроля. Это может быть сделано путем изучения отчетов о мерах по устранению недостатков, принятых после выявления проблем, тщательного расследования происшествий или несчастных случаев и принятия профилактических мер, а также обеспечения наличия адекватных ресурсов для поддержания требуемого уровня предосторожности. Для того, чтобы отобранные и введенные в действие меры биобезопасности постоянно совершенствовались, неотъемлемой и важной частью этой работы должно стать документирование процесса оценки рисков и определение мер по снижению их воздействия. Новая оценка процедурного риска или анализ имеющихся результатов должны проводиться после следующих событий:

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

• Открытие нового направления работы или изменения в программе работы, либо изменение производственного процесса или объема работ; • Новое строительство или внесение изменений в конструкцию лабораторий, или внедрение нового оборудования; • Изменение схемы размещения персонала (включая использование подрядчиков и другого непрофильного персонала, или необходимость размещения посетителей); • Изменение стандартных операционных процедур или методов работы (например, изменение методов проведения дезинфекции или удаления отходов, порядка предоставления и использования средств индивидуальной защиты, изменение порядка входа или выхода); • Происшествие в лаборатории (например, разлитие большого количества жидкости); • Признаки наличия или подозреваемая внутрилабораторная инфекция; • Принятие во внимания требований мер реагирования и плана действий при чрезвычайных ситуациях; • Проведение анализа существующей системы управления (например, ежегодно или с иной требуемой и установленной периодичностью).

рисков для здоровья в ТБ лабораториях и иметь возможность обращаться за консультацией к специалистам. Медицинские службы должны обеспечивать возможность оперативного проведения своевременной и надлежащей оценки и лечения.

1.6 Классификация ТБ лабораторий ТБ лаборатории можно классифицировать по трем основным уровням процедурного риска на основании выполняемой ими деятельности и связанных с нею рисков: • низкий уровень риска ТБ • умеренный уровень риска ТБ • высокий уровень риска ТБ (например, в изолированной ТБ лаборатории). Вероятность образования аэрозолей является основным фактором, который следует принимать во внимание при определении уровня риска и необходимых мер защиты или борьбы. Прямая микроскопия мазка мокроты, при соблюдении надлежащих микробиологических методов, связана с низким риском образования инфекционных аэрозолей, в связи с чем такая процедура может выполняться на открытом столе, при условии наличия адекватной вентиляции. Руководящие принципы и рекомендации по соблюдению безопасной практики при выполнении прямой микроскопии мазка мокроты были описаны в руководствах ВОЗ, касающихся лабораторных служб в программах борьбы с ТБ11,12. Процедуры, предусматривающие работу с образцами в жидком состоянии – например, используемые при разжижении и обработке образцов для инокуляции культур, прямого ТЛЧ или прямых линейных зонд-анализов (direct lineprobe assays) – связаны с повышенным риском образования аэрозолей по сравнению с другими методиками, даже при соблюдении надлежащих микробиологических методов; таким образом, эти процедуры следует выполнять в БББ. Манипуляции с культурами для непрямого ТЛЧ или линейных зонд-анализов включают процедуры с наличием бактерий в высоких концентрациях и высоким риском образования аэрозолей; такие действия следует выполнять в БББ в изолированной ТБ лаборатории.

1.5 Программа по обеспечению гигиены труда персонала Программы по обеспечению гигиены труда персонала должны содействовать безопасности и охране здоровья на рабочем месте. Для этого необходимо свести к минимуму любые неблагоприятные воздействия, оперативно выявлять и устранять их, а также использовать опыт, полученный в связи с происшествиями и несчастными случаями в лаборатории, для усиления мер предосторожности. Следует рассмотреть возможность проведения начального медицинского обследования всех сотрудников до начала работы в ТБ лаборатории и последующих регулярных проверок. Медицинские работники, занимающиеся вопросами гигиены труда, должны хорошо знать характер потенциальных

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Информация о соответствующих видах деятельности, оценке процедурного риска и минимальном уровне мер предосторожности, требуемом для ТБ лабораторий разного уровня, приводится в Таблице 3.

Взятие образцов мокроты у больных связано с потенциальной опасностью, и его не следует выполнять в лаборатории. Для взятия мокроты следует выделить хорошо проветриваемую зону, отделенную от лаборатории, желательно находящуюся вне помещения.

Таблица 3. Уровни предупреждения рисков, соответствующие виды лабораторной деятельности и оценка риска для ТБ лабораторий Уровень риска в ТБ лабораторииa Низкий риск Виды лабораторной деятельности Прямая микроскопия мазка мокроты; подготовка образцов для использования в картридже автоматизированного теста амплификации нуклеиновых кислот (такого как тест Xpert MTB/RIF) Обработка и концентрация образцов для посева на среду для выращивания первичных культур; прямой ТЛЧ (например, линейный зонд-анализ обработанной мокроты) Манипуляции с культурами для идентификации; ТЛЧ или линейный зонд-анализ изолятов культур Оценка риска Низкий риск образования инфекционных аэрозолей из образцов; низкая концентрация инфекционных частиц

Умеренный риск

Умеренный риск образования инфекционных аэрозолей из образцов; низкая концентрация инфекционных частиц Высокий риск образования инфекционных аэрозолей из образцов; высокая концентрация инфекционных частиц

Высокий риск (изолированная ТБ лаборатория)

ТЛЧ – тестирование на лекарственную чувствительность. Уровень риска показывает, насколько велика вероятность инфицирования ТБ кого-либо в лаборатории в результате выполняемых в лаборатории процедур. a

РЕКОМЕНДАЦИЯ ГРУППЫ ЭКСПЕРТОВ Группа экспертов отметила, что Практическое руководство ВОЗ по биологической безопасности в лабораторных условиях2 рекомендует использовать бокс биологической биобезопасности во всех случаях при работе с инфекционными образцами. Группа экспертов установила, что при соблюдении надлежащих микробиологических методов прямая микроскопия мазка мокроты связана с низким риском образования инфекционных аэрозолей, в связи с чем такая процедура может выполняться на открытом столе, при условии наличия адекватной вентиляции. Эта рекомендация соответствует предыдущим руководствам11,12.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

2. Основные меры обеспечения биобезопасности ТБ лабораторий Все ТБ лаборатории, независимо от выполняемых процедур, должны ввести в действие набор основных мер биобезопасности для минимизации рисков. Эти меры касаются: 1. кодексов практики 2. оборудования 3. проектирования лабораторий и лабораторных помещений 4. контроля за состоянием здоровья 5. обучения 6. удаления отходов. В зависимости от конкретных тестов, проводимых лабораториями, и результатов оценки процедурного риска, в описанные ниже меры могут быть внесены добавления или изменения, отражающие разные уровни риска. (Более подробная информация приводится в главах 3, 4 и 5). • На двери в лабораторию должен быть нанесен международный предупредительный символ и знак биологической опасности. • В рабочие зоны лаборатории должны допускаться лишь лица, имеющие соответствующее разрешение. • Дети не должны допускаться или иметь разрешение на вход в рабочие зоны лаборатории. Ниже приводятся наиболее важные положения, которые должны быть включены в кодексы практики.

2.1.1 Доступ в лабораторию

2.1.2 Обязанности руководителя лаборатории • Руководитель лаборатории отвечает за разработку и принятие системы обеспечения биобезопасности, а также руководства по безопасности или рабочим процедурам и набора стандартных операционных процедур. • Руководитель должен обеспечить обучение сотрудников и оценку уровня их технической подготовки для выполнения различных процедур. • Сотрудники должны быть информированы об особенностях работы с опасным материалом. Они обязаны ознакомиться с руководством по безопасности (или рабочим процедурам) и соблюдать стандартные правила и процедуры. Руководитель лаборатории должен убедиться в том, что все сотрудники ознакомились с соответствующими руководствами и подписали заявление о том, что они им понятны. Копия последнего руководства по безопасности или рабочим процедурам с указанием даты выпуска должна иметься в лаборатории. • Необходимо иметь постоянный план технического обслуживания систем

2.1 Кодексы практики Кодекс практики содержит описание лабораторной и практики и процедур, имеющих важное значение для использования надлежащих (т.е. безопасных) микробиологических методов. Руководитель лаборатории должен использовать кодекс практики для разработки письменного описания процедур, которому необходимо следовать для безопасного выполнения работы. Это руководство по безопасности или осуществлению деятельности должно также определять известные и потенциальные опасные факторы, а также указывать, какие практические методы и процедуры сводят к минимуму риски, связанные с такими опасностями.

Специализированное лабораторное оборудование должно всегда сопровождаться соответствующими процедурами и надлежащими микробиологическими методами, но никогда не может заменять их.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

отопления, вентиляции, подачи воздуха и изоляции (направленной вентиляции), чтобы они всегда функционировали надлежащим образом.

2.1.3 Средства индивидуальной защиты • Сотрудники, работающие в лаборатории, должны всегда носить защитную лабораторную одежду. Носить защитную одежду вне лабораторных помещений (например, в столовой, буфете, служебных помещениях, библиотеках, комнатах персонала и туалетах) запрещено. Лабораторные куртки и халаты должны храниться отдельно от личной одежды. Чистые и использованные халаты следует хранить в разных местах в лаборатории. Лабораторные куртки и халаты следует менять, как минимум, раз в неделю, однако их стирку не следует проводить дома. • Лабораторные халаты должны иметь длинные рукава с манжетами на резинке (длиной не менее 30 мм) и застегиваться сзади. Должны иметься халаты для сотрудников разных размеров. Халаты следует использовать для работы в условиях, где имеется высокий уровень риска заболевания ТБ. • Лабораторные куртки обычно имеют длинные рукава и застегиваются спереди. Должны иметься лабораторные куртки для сотрудников разных размеров. • При всех процедурах, которые могут сопровождаться прямыми или случайными контактами с мокротой, кровью, биологическими жидкостями и другими потенциальными инфекционными материалами, следует надевать перчатки. После их использования перчатки следует снимать асептически и мыть руки. • Сотрудникам следует мыть руки после любой явной контаминации, после завершения работы с инфекционными материалами и всегда перед покиданием рабочих зон лаборатории. Следует тщательно намылить руки, растирая их с мылом не менее 15 секунд, сполоснуть чистой водой и высушить с

помощью чистого бумажного полотенца. Желательно, чтобы краны (смесители) открывались автоматически или без помощи рук. Если они отсутствуют, то для выключения крана следует использовать бумажные полотенца, чтобы предотвратить повторную контаминацию чистых рук. • В лаборатории запрещено принимать пищу, пить, курить, наносить косметические средства и использовать контактные линзы. • Хранение пищи и напитков в рабочих зонах лаборатории запрещено. • В лаборатории нельзя носить обувь с открытыми носками. • В лаборатории не следует пользоваться мобильными телефонами.

2.1.4 Процедуры • Все процедуры следует выполнять таким образом, чтобы риск образования аэрозолей и капель был сведен к минимуму или полностью устранен (см. Вставку 2). • Пипетирование ртом должно быть строго запрещено. • Материалы нельзя брать в рот. Все наклейки, используемые в лаборатории, должны быть самоклеющимися. • Использование игл и шприцев должно быть ограничено, и их никогда не следует использовать вместо устройств для пипетирования. • Письменная документация, которая может вынесена за пределы лаборатории, должна быть защищена от контаминации. • Все контаминированные материалы, пробы и культуры должны быть должным образом деконтаминированы перед удалением из лаборатории или повторным использованием. • Обо всех происшествиях, случаях разлития и возможного воздействия инфекционных

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

материалов следует докладывать руководителю лаборатории. Необходимо вести учет таких происшествий и мер по устранению недостатков для недопущения таких случаев в будущем. • Необходимо разработать и иметь в готовности стандартную операционную процедуру для принятия мер в случае происшествий и разлитий в лаборатории. Как минимум, раз в год следует проводить практические учебные занятия, чтобы обеспечить принятие этой процедуры и довести ее выполнение до автоматизма. • Упаковка и транспортировка образцов должна проводиться согласно существующим национальным или международным нормам и правилам. • Следует разработать стандартные операционные процедуры и обучить персонал их использованию. В различных частях лаборатории должны иметься руководства, разъясняющие эти процедуры. Процедуры следует ежегодно пересматривать. Стандартные операционные процедуры должны включать подробную информацию об оценке рисков, а также о принятых и введенных в действие мерах снижения рисков и борьбы с ними.

2.1.5 Рабочие зоны • Лаборатория должна быть разделена на «функционально чистые» и «потенциально контаминированные» зоны, при этом чистые зоны должны быть предназначены для административной и подготовительной работы. Доступ к чистым зонам и контаминированным зонам должен контролироваться и устанавливаться руководителем лаборатории. • В лабораторных помещениях следует поддерживать порядок и чистоту, в них не должно быть материалов и оборудования, не имеющих отношения к работе. Оборудование и материалы, которые не используются или не работают, должны быть удалены из рабочих зон. • Рабочие поверхности должны быть деконтаминированы после любого разлития потенциально инфекционных материалов в конце каждой рабочей смены (см. дополнительную информацию в разделе о разлитиях в главе 8.)

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Вставка 2. Как свести к минимуму образование аэрозолей Использование инженерно-технических средств контроля (например, боксов биологической безопасности [БББ] и вентиляции помещений), а также средств индивидуальной защиты органов дыхания (таких как респираторы) может помочь предупредить внутрилабораторное инфицирование туберкулезом (ТБ) в результате вдыхания инфекционных аэрозолей. Однако важнейшим фактором снижения риска инфицирования в лаборатории является сведение к минимуму образования аэрозолей. Некоторые из практических мер снижения образования аэрозолей касаются всех ТБ лабораторий, в то время как другие применимы только для лабораторий, уровень риска в которых считается умеренным или высоким. Для всех лабораторий • При подготовке мазков желательно использовать деревянные палочки или одноразовые петли, а не петли многоразового пользования, которые должны стерилизоваться нагреванием. • Если применяется петля многоразового использования, она должна стерилизоваться нагреванием в закрытом микросжигателе или горелке Бунзена. Перед стерилизацией петли многоразового использования следует очистить в емкости с песком и спиртом. • При приготовлении мазка с помощью палочки или петли манипулируйте ими медленно и плавно, чтобы не допускать образования аэрозоля. • Не перемещайте и не фиксируйте мазки нагреванием, пока они не будут полностью высушены воздухом. Для ТБ лабораторий с умеренным и высоким уровнем риска • Не форсируйте слив инфекционных жидкостей из пипетки. • Не выдувайте с силой воздух из пипетки в потенциально инфекционные жидкости. • При использовании пипетки для добавления реагента в потенциально инфекционную жидкость прижимайте пипетку к внутренней стенке контейнера и медленно выпускайте жидкость. • Не допускайте образования пузырька или пленки в открытой пробирке с культурой. Для этого закройте пробирку крышкой, постучите по верхней части пробирки, отложите пробирку в сторону и прежде чем ее снова открыть подождите, пока образовавшиеся аэрозоли не осядут. • При центрифугировании образца или культуры используйте герметичный стакан с предохранительной крышкой или герметичный ротор, чтобы не допустить выброса аэрозоля в центрифугу и лабораторию. Предохранительные крышки или герметичные роторы всегда открывайте внутри БББ. • После центрифугирования, интенсивного перемешивания или встряхивания образцов или культур поместите контейнеры внутрь БББ и держите их в нем не менее 10 минут прежде чем открыть, чтобы аэрозоли могли осесть. • Никогда не производите интенсивного перемешивания в открытой пробирке; всегда следите за тем, чтобы закручивающиеся крышки были надежно закреплены на пробирках, прежде чем производить интенсивное перемешивание или встряхивание. Не производите интенсивное перемешивание в пробирках с ватными или резиновыми пробками. • Не смешивайте и удерживайте во взвешенном состоянии инфекционные материалы, неоднократно наполняя и полностью опорожняя пипетку.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

• Дайте пробиркам после интенсивного перемешивания постоять 10-15 минут, чтобы свести к минимуму распространение аэрозолей, особенно если пробирки содержат высокие концентрации бацилл ТБ. • Следите за тем, чтобы при опорожнении пробирок они находились под углом, чтобы жидкость сливалась по краю пробирку или выбросьте контейнер, чтобы было как можно меньше брызг. • Вставляйте в пробирку или контейнер только наконечник микропипетки разового пользования, НИКОГДА не вставляйте корпус микропипетки.

2.2 Оборудование Оборудование должно быть выбрано, принимая во внимание некоторые общие принципы, а именно: оборудование должно • быть сконструировано таким образом, чтобы ограничить или предотвратить контакт работника с инфекционным материалом; • быть изготовлено из материалов, не проницаемых для жидкостей и устойчивых к коррозии; • быть гладким, не иметь острых краев и незакрепленных движущихся деталей; • быть сконструировано, изготовлено и установлено таким образом, чтобы обеспечивать простое обращение и техническое обслуживание, очистку, деконтаминацию и контроль в целях сертификации; использования изделий из стекла и других хрупких материалов следует, по возможности, избегать. Помимо конкретного оборудования, необходимого в лабораториях с различными уровнями риска (описанных в главах 3, 4 и 5), в главе 6 приводится дополнительная информация о БББ, а в главе 7 – информация о другом оборудовании для обеспечения безопасности. В лабораториях, где риск инфицирования считается умеренным или высоким, первичную изоляцию инфекционных аэрозолей, образующихся при определенных процедурах, обеспечивает БББ.

2.3 Конструктивные особенности и помещения Правильные конструктивные решения при сооружении лабораторных помещений обеспечивают защиту всех сотрудников лаборатории и создают защитный барьер от ТБ аэрозолей, которые могут образовываться в лаборатории, для местного населения. Конкретные особенности лаборатории, включая отдельные лабораторные зоны и систему вентиляции, обеспечивают меры вторичной изоляции. Вторичные барьеры, рекомендуемые для лаборатории, зависят от проводимых процедур и связанного с ними риска передачи инфекции. В ТБ лабораториях с низким уровнем риска к числу вторичных барьеров относится отделение рабочей зоны лаборатории от мест общего пользования, обеспечение надлежащего удаления отходов, а также наличие умывальников для мытья рук. В ТБ лаборатории с высоким уровнем риска наличие вестибюля, отделяющего лабораторию от мест общего пользования, служит дополнительным вторичным барьером. Руководители лабораторий отвечают за предоставление помещений, которые соответствуют выполняемым ими функциям и уровням риска. При назначении ТБ лаборатории следует уделять особое внимание общим аспектам, которые могут быть связаны с рисками в области безопасности, включая использование водопроницаемых поверхностей, присутствие

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

слишком большого числа людей в рабочей зоне, возможность входа в лабораторию посторонних лиц, текучесть персонала, а также присутствие пациентов вблизи или внутри лаборатории и плохую организация производственного процесса. Ниже приводится список основных рекомендаций в отношении конструктивных особенностей ТБ лаборатории. • Необходимо обеспечить наличие адекватной и направленной вентиляции. • Следует обеспечить достаточное пространство для безопасного проведения лабораторных процедур, а также для уборки и технического обслуживания. • Стены, потолок и полы должны быть гладкими и легко моющимися. Полы не должны быть скользкими. • Поверхности рабочих столов должны быть водонепроницаемыми и устойчивыми к действию химикатов и дезинфицирующих средств, обычно применяемых в лаборатории; они должны быть устойчивыми к действию умеренно высоких температур. • Для проведения любых работ необходимо обеспечить достаточное освещение. Следует избегать нежелательных отражений и отблесков. Не следует использовать занавески. • Лабораторная мебель должна быть прочной. Мебель должна быть изготовлена из водонепроницаемых материалов и легко поддаваться деконтаминации. Мебель не должна иметь тканевого покрытия. • Открытые пространства между лабораторными столами, боксами и оборудованием, а также под ними должны быть доступны для уборки. • Площадь хранения должна быть достаточной для размещения материалов первой необходимости и для того, чтобы не создавать беспорядка на поверхностях лабораторных столов и в проходах за пределами лаборатории. Необходимо

также обеспечить дополнительную площадь для длительного хранения, которая должна предоставляться и удобно располагаться вне рабочих зон лаборатории. • Следует создать область для безопасной подготовки, обработки и хранения кислот, штаммов и растворителей. • Помещения для хранения верхней одежды и личных вещей должны располагаться вне рабочей зоны лаборатории. • Помещения для приема пищи и питья, а также комнаты отдыха должны располагаться вне рабочей зоны лаборатории. • Раковины для мытья рук и мыло должны иметься во всех помещениях лаборатории, желательно вблизи выхода. Рекомендуется, чтобы краны открывались автоматически или без помощи рук. Возле раковины должен находиться диспенсер для бумажных полотенец. • Двери должны иметь смотровые окна, соответствовать правилам противопожарной безопасности и быть самозакрывающимися. • Необходимо иметь надежный источник электропитания соответствующей мощности.

2.4 Обучение Ошибки, вызванные человеческим фактором, и неудовлетворительные методы работы могут свести на нет эффективность самых надежных мер безопасности по защите персонала лаборатории. Важнейшее значение для предупреждения внутрилабораторного инфицирования, происшествий и несчастных случаев имеет высокий уровень компетенции сотрудников, хорошо информированных и соблюдающих правила безопасности. Все сотрудники должны пройти инструктаж по технике безопасности; это должно включать ознакомление с кодексом практики, а также методами работы и процедурами, описанными в руководстве по технике безопасности.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Руководитель лаборатории должен обеспечить обучение сотрудников и проведение оценки их технической компетентности в выполнении различных процедур. Обучение должно включать информацию о безопасных методах работы, соблюдение которых позволяет устранить или минимизировать риск инфицирования в результате вдыхания, приема внутри и инокуляции. Должна также предоставляться информация о том, как правильно проводить деконтаминацию и удаление инфекционного материала.

Сжигание является полезным методом уничтожения лабораторных отходов, независимо от того, были ли они деконтаминированы. Сжигание инфекционных материалов является альтернативой автоклавированию только в том случае, если руководитель лаборатории может обеспечить соблюдение надлежащих процедур сжигания.

2.5.1 Сжигание Для правильного сжигания опасных отходов необходимы эффективные средства контроля температуры и камеры вторичного сжигания. Многие установки для сжигания, особенно имеющие только одну камеру сжигания, дают неудовлетворительные результаты при работе с инфекционными материалами или изделиями из пластика. Такие материалы могут уничтожаться не полностью, в результате чего с исходящим из трубы потоком может происходить загрязнение атмосферы микроорганизмами, токсичными химическими веществами и дымом. Тем не менее, существует много конструкций камер сжигания, дающих удовлетворительные результаты. В идеале, температура в первичной камере должна быть не менее 800 °C, а во вторичной камере – не менее 1000 °C. Для получения требуемых температур необходима правильная конструкция, эксплуатация и техническое обслуживание установок для сжигания. Сжигаемые материалы, даже если они прошли предварительную деконтаминацию, должны переноситься в установку для сжигания в мешках, желательно пластиковых. Обслуживающий персонал должен быть надлежащим образом проинструктирован относительно загрузки материалов в установку для сжигания и контроля температуры. Эффективное функционирование установки для сжигания зависит от правильного сочетания сжигаемых материалов. Существует обеспокоенность относительно возможного отрицательного воздействия установок для сжигания на окружающую среду, в связи с чем в настоящее время проводится работа по улучшению экологических характеристик таких установок и повышению их эффективности с точки зрения энергосбережения.

2.5 Удаление отходов Процедуры удаления отходов должны соответствовать всем соответствующим местным или национальным требованиям и нормативным положениям. Отходами является все то, что подлежит удалению. Основным принципом для минимизации рисков, связанных с отходами, является то, что все инфекционные материалы должны быть деконтаминированы, сожжены, подготовлены к сжиганию или автоклавированы. Для сортировки отходов следует использовать мусорные мешки. Большая часть лабораторной посуды, инструментов и одежды подлежат повторному использованию или переработке. Прежде чем удалить из лаборатории какиелибо объекты или материалы следует задать следующие основные вопросы: • Подверглись ли эти объекты или материалы эффективной деконтаминации или дезинфекции с помощью надлежащих процедур? • Если нет, упакованы ли они в закрытый контейнер или мешок для немедленного уничтожения на месте путем сжигания или автоклавирования? • Связано ли удаление деконтаминированного материала с дополнительными потенциальными опасностями или рисками, биологическими или иными, для тех, кто производит процедуру удаления или может вступить в контакт с объектами или материалами вне лаборатории?

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

2.5.2 Автоклавирование Для стерилизации растворов или лабораторной посуды (чистых материалов) и деконтаминации инфекционных материалов следует использовать разные автоклавы. Следующие материалы автоклавирования: подходят для

Растворы фенола применяются для деконтаминации оборудования и предметов разового использования до их удаления. Хлор Хлор широко доступен. Растворы гипохлорита натрия (домашнего отбеливателя) содержат 50 г активного хлора на 1 л, поэтому их необходимо разводить водой в соотношении 1:50 или 1:10 для получения необходимой концентрации 1 г/л или 5 г/л, соответственно. Г ипохлорит натрия, как в твердом виде, так и в растворе, должен храниться в темном, хорошо проветриваемом помещении. При правильных условиях хранения раствор в концентрации 50 г/л можно хранить до 3 месяцев; разбавленные растворы следует готовить ежедневно. Г ипохлорит натрия можно использовать как дезинфицирующее средство общего назначения, а также для вымачивания контаминированных неметаллических материалов; являясь сильно щелочным, он может вызывать коррозию металлов. Спирт Спирты - этанол (денатурированный спирт, метиловый спирт) или изопропиловый спирт – применяются в виде 70% раствора. Спирт является летучим и легковоспламеняющимся веществом, поэтому его не следует применять вблизи открытого огня. Растворы следует хранить в надлежащих контейнерах, чтобы избежать испарения спирта. На бутылках с растворами, содержащими спирт, должны быть наклеены четкие этикетки с предупреждением о том, что их нельзя автоклавировать. 70% спиртовой раствор можно использовать для регулярной деконтаминации лабораторных столов и БББ. Важным преимуществом водных растворов спирта является то, что они не оставляют следов на обработанных предметах. Эффективным способом очистки контаминированных рук является промывание их 70% раствором этанола или изопропилового спирта с последующим тщательным мытьем мылом и водой. Надуксусная кислота Надуксусная кислота характеризуется быстрым воздействием на все микроорганизмы. Важным преимуществом надуксусной кислоты является

• инструменты, лабораторная посуда, среда или растворы для стерильного использования в лабораториях, осуществляющих диагностику ТБ; • культуры микробактерий, подлежащие удалению в качестве отходов; • все инфекционные материалы из изолированных ТБ лабораторий, где производится культивация микобактерий. При каждом использовании автоклава следует регистрировать время, температуру и давление для контроля за его правильным функционированием. Для подтверждения способности автоклава обеспечивать стерилизацию следует регулярно использовать биологические индикаторы.

2.5.3 Дезинфекция Способность дезинфицирующих средств уничтожать микроорганизмы зависит от популяции микроорганизмов, подлежащих уничтожению, используемых концентраций, продолжительности контакта и присутствия остатков органических веществ. Для использования в ТБ лабораториях рекомендуются патентованные дезинфицирующие средства, содержащие фенолы, хлор и спирт. Их выбор обычно зависит от того, какой материал подлежит дезинфекции. Фенол Фенолы следует использовать в концентрации 5% в воде. Однако ингаляционное и кожное воздействие фенола вызывает сильное раздражение кожи, глаз и слизистых оболочек. Прием фенола внутрь считается токсичным. В связи с его токсичностью и неприятным запахом вместо фенола обычно используются производные фенола.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

отсутствие вредных продуктов распада и усиленное удаление органических материалов без остатка. Рабочие растворы (концентрация 2%) остаются стабильными в течение 48 часов после приготовления.

2.6.2 Контаминированные или потенциально инфекционные материалы, подлежащие удалению Все положительные ТБ культуры должны быть автоклавированы перед удалением. Автоклав должен находиться вблизи или внутри лаборатории, где осуществляется культивирование ТБ. Все контаминированные (т.е. потенциально инфекционные) материалы, за исключением острых предметов, должны помещаться в одноразовые пластиковые мешки до транспортировки к месту сжигания. По возможности, материалы из ТБ лабораторий не следует вывозить на мусорную свалку даже после деконтаминации. На каждом рабочем месте должны находиться небьющиеся контейнеры, сосуды или иные емкости для мусора (например, пластиковые). Следует использовать соответствующие дезинфицирующие средства, эффективные против M.tuberculosis; отходы должны находиться в контакте с этим дезинфицирующим средством (т.е. они не должны быть защищены воздушными пузырьками) в течение положенного времени в зависимости от свойств используемого дезинфицирующего средства). Контейнеры для мусора следует деконтаминировать и мыть перед их повторным использованием. В лабораториях, где риск инфицирования ТБ является низким, пластиковые контейнеры с мокротой, картриджи, использованные для проведения молекулярного анализа (например, картриджи Xpert MTB/RIF), а также деревянные палочки-аппликаторы должны удаляться из лаборатории в герметически закрытых мешках для мусора и сжигаться.

2.6 Процедуры удаления контаминированных материалов Необходимо установить систему идентификации и разделения инфекционных материалов и их контейнеров. Категории могут быть следующими: • неконтаминированные (неинфекционные) отходы, которые могут быть повторно использованы, переработаны или удалены так же, как и обычные хозяйственнобытовые отходы; • контаминированные (инфекционные) острые предметы, такие как битое стекло, шприцы и предметные стекла; • контаминированные инфекционные материалы, подлежащие уничтожению путем захоронения, сжигания или автоклавирования.

2.6.1 Битое стекло и предметные стекла Разбитые и использованные предметные стекла подлежат удалению в контейнере для острых предметов. Контейнеры для острых предметов должны быть устойчивыми к прокалыванию, снабжены плотно закрывающейся крышкой и не заполняться полностью. После их заполнения на три четверти объема их помещают в контейнеры для инфекционных отходов и сжигают. Контейнеры для удаления острых предметов не должны вывозиться на мусорную свалку, если они не были сожжены или автоклавированы. Использованные предметные стекла не подлежат повторному использованию.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

3. ТБ лаборатории с низким уровнем риска Рекомендации, приведенные в этой главе, являются минимальными требованиями, необходимыми для ограничения или уменьшения риска инфицирования в лабораториях, где проводятся специальные процедуры, которые, как считается, имеют низкий риск распространения ТБ. Возможно, что могут потребоваться дополнительные меры обеспечения безопасности после оценки рисков, присущих конкретной лаборатории. В лабораториях с низким уровнем риска, где соблюдаются минимальные требования биобезопасности, изложенные в этой главе, можно безопасно выполнять определенные процедуры с образцами мокроты, учитывая, что вязкий характер мокроты не способствует образованию аэрозолей в случае применения надлежащих микробиологических методов. В лабораториях с низким уровнем риска можно проводить: • манипуляции с образцами мокроты для прямой микроскопии мазка мокроты; • манипуляции с образцами мокроты для анализа Xpert MTB/RIF® (Cepheid, Sunnyvale Ca., USA). При открывании контейнеров, содержащих образцы мокроты, и непосредственном взятии мазка мокроты может происходить образование аэрозолей, однако риск передачи инфекции от таких процедур является незначительным по сравнению с аэрозолями, образующимися при разовом незащищенном кашле. Практически отсутствуют эпидемиологические доказательства того, что приготовление прямого мазка связано с поддающимся измерению избыточным риском заражения ТБ14,15. Примечание: Забор образцов мокроты у пациентов не должен проводиться в лаборатории. могут сталкиваться со следующими проблемами, которые повышают риски: • рабочие поверхности столов могут использоваться ненадлежащим образом; • контейнеры с образцами могут протекать; • небрежные манипуляции с образцами могут привести к повторной аэрозолизации; • образцы могут подвергаться слишком сильному встряхиванию; • слабая вентиляция или плохое освещение.

3.2 Отличительные характеристики и важнейшие минимальные меры биобезопасности Для устранения конкретных потенциальных рисков в ТБ лабораториях с низким уровнем риска должны быть введены следующие требования биобезопасности14,15.

1. Использование рабочих поверхностей столов: Рабочая зона, используемая для обработки образцов для прямой микроскопии мазка мокроты или анализа Xpert MTB/RIF, должна быть отделена от зон, предназначенных для приема образцов, и от административных помещений, отведенных для оформления документов и телефонных звонков.

2. Вентиляция: Как процедура взятия мазка непосредственно из образцов мокроты, так и процедура обработки образцов для анализа Xpert MTB/RIF, могут осуществляться на открытых рабочих поверхностях столов в достаточно хорошо вентилируемом помещении при использовании надлежащих микробиологических методов. Адекватным уровнем вентиляции в ТБ лабораториях обычно считается направленный поток воздуха, обеспечивающий 6-12 воздухообменов в час (КВЧ) (см. Вставку 3). Направленный поток воздуха – это движение

3.1 Факторы, которые увеличивают риск инфицирования В дополнение к общим рискам, которые рассматриваются в составе мер биобезопасности вГ лаве 2, ТБ лаборатории с низким уровнем риска

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

воздушного потока от чистых зон в направлении зон, где возможно образование аэрозолей; этот воздух должен быть безопасно удален из помещения. «Кратность воздухообмена в час» - это величина, значение которой показывает, сколько раз в течение одного часа воздух в лабораторном помещении полностью удаляется и заменяется чистым воздухом. При использовании механической вентиляции можно легко подсчитать кратность воздухообмена в час. Для процедур с низким уровнем риска должно быть достаточно естественной вентиляции при условии, что потоки воздуха перемещаются в направлении от техника-лаборанта и через всю рабочую зону вместе с потенциально инфекционными материалами, и затем от рабочих зон помещения и из лаборатории; этот поток воздуха должен обеспечивать защиту от аэрозолей, которые могут образовываться в рабочей зоне. В целях обеспечения направленного контроля за загрязняющими веществами в воздухе, воздух должен перемещаться со скоростью не менее 0,5 м/сек16.

Вентиляция может быть обеспечена путем открывания окон, если позволяет местный климат. Если климат не позволяет держать окна открытыми, то следует рассмотреть возможность проветривания помещения с помощью механических вентиляционных систем, которые обеспечивают приток воздуха без рециркуляции в помещении. Кондиционеры следует устанавливать только после того, как будет решен вопрос о направлении воздушных потоков. Важно убедиться в том, что воздух в лаборатории перемещается в направлении от техников-лаборантов. Возможным решением для сдерживания генерации аэрозолей при прямой микроскопии мазка мокроты или анализа Xpert MTB/RIF в условиях, при которых не представляется практически возможным использовать естественную или механическую вентиляцию, являются рабочие места, оборудованные вентиляцией. Рекомендации и спецификации по оборудованным вентиляцией рабочим местам имеются17.

РЕКОМЕНДАЦИЯ ГРУППЫ ЭКСПЕРТОВ Стандарты для адекватной вентиляции в лабораториях не были определены на международном уровне. Группа экспертов рекомендовала в качестве адекватного уровня вентиляции для ТБ лабораторий прагматичное определение направленного воздушного потока, который обеспечивает 6-12 воздухообменов в час. Группа экспертов отметила, что нет никаких свидетельств того, что большее число воздухообменов в час будет снижать риск инфицирования в лаборатории, и признала, что затраты на вентиляционные системы с более высокой пропускной способностью могут быть значительными.

Вставка 3. Определение требований к вентиляции Система вентиляция обеспечивает поступление наружного воздуха в лабораторное помещение, а также распределение воздуха в лаборатории. Целью вентиляции в лаборатории является подача чистого воздуха для разбавления потенциально загрязненного воздуха и удаления его из лаборатории. Система вентиляции в лаборатории состоит из трех основных элементов: интенсивность вентиляции - объем наружного воздуха, поступающий в лабораторию; направление воздушного потока - общее направление движения воздуха, протекающего через лабораторию, должно идти от функционально чистых зон к загрязненным участкам; структура потока воздуха - наружный воздух должен эффективно поступать в каждую зону лаборатории и удаляться из них. Существуют три метода, которые могут использоваться для вентиляции лаборатории: естественный, механический и гибридный (комбинированный метод).

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Естественная вентиляция Природные силы перемещают наружный воздух через открытые окна и двери лаборатории. Естественная вентиляция может, как правило, обеспечивать высокую скорость вентиляции более экономично, благодаря использованию природных сил и наличию больших отверстий, что в совокупности позволяет достичь высокой интенсивности воздухообмена. Приемлемость естественной вентиляции для конкретной лаборатории зависит от климата, устройства лаборатории и методов работы персонала лаборатории. Механическая вентиляция Механические вентиляторы могут быть установлены в окнах, на стенах или в вентиляционных шахтах для удаления воздуха из лаборатории. Тип применяемой механической вентиляции зависит от климата. Механические системы вентиляции считаются надежными для обеспечения требуемой скорости потока воздуха независимо от воздействия ветра переменного направления и температуры окружающей среды. Механическая вентиляция может использоваться совместно с системой кондиционирования воздуха для контроля температуры и влажности. Применение оборудованных вентиляцией рабочих мест также относится к механической вентиляции. Г ибридная вентиляция (комбинированный тип) Г ибридный (смешанный) тип вентиляции зависит от природных сил для обеспечения желательной скорости воздушного потока. Механическая вентиляция используется в случае, если скорость воздушного потока при естественной вентиляции является слишком низкой. В тех случаях, когда только естественной вентиляции не достаточно, можно установить вытяжные вентиляторы для повышения интенсивности вентиляции в лаборатории, где проводится микроскопия кислотоустойчивых бактерий. Однако вентиляторы должны быть установлены таким образом, чтобы воздух в помещении мог выводиться непосредственно на улицу через стену или крышу. Размер и количество требуемых вытяжных вентиляторов зависят от требуемой интенсивности вентиляции, которую следует рассчитать до начала использования этого метода (см. Вставку 4).

3. Минимизация образования аэрозолей: Подготовка образцов мокроты для прямой микроскопии мазка мокроты или анализа Xpert MTB/RIF теоретически может приводить к образованию аэрозолей. Однако, поскольку образцы мокроты обычно являются вязкими, образование аэрозолей может быть сведено к минимуму при использовании надлежащих микробиологических методов. Следует проявлять осторожность при открытии контейнеров с образцами, которые, возможно, подверглись тряске во время транспортировки в лабораторию. При сушке мазков следует избегать риска попадания инфекционного материала в открытое пламя горелки Бунзена. Предпочтительной является воздушная

сушка мазков с использованием огня для фиксации мазков только тогда, когда они полностью сухие. Одноразовые деревянные палочки-аппликаторы или трансфер-петли являются предпочтительными для приготовления мазков. 4. Обращение с протекающими контейнерами с образцами: целостность контейнеров с образцами, поставляемыми в лабораторию, должна быть проверена по прибытии в лабораторию. Протекающие контейнеры должны быть утилизированы, и должны быть запрошены свежие образцы. Если в протекающем контейнере сохранился неповрежденный образец, то контейнер

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

может быть деконтаминирован с помощью подходящего дезинфицирующего средства до его обработки. Образцы должны доставляться в лабораторию в вертикальном положении, чтобы свести к минимуму риск протечки.

5. Средства

индивидуальной защиты: Все страны и учреждения должны оценить свои риски и принять решение относительно уровня средств индивидуальной защиты, которые являются пригодными для различных выполняемых процедур. В лаборатории следует постоянно носить защитные лабораторные куртки. Перчатки следует

надевать для всех процедур, которые предполагают непосредственный контакт или возможность случайного контакта с мокротой, кровью, биологическими жидкостями и другими потенциально инфекционными материалами. Перчатки следует менять регулярно, и они не должны использоваться повторно. Персонал должен всегда мыть руки, перед тем как покинуть лабораторию.

Использование респираторов при приготовлении мазков мокроты не обязательно.

Вставка 4. Как рассчитать адекватный уровень вентиляции в лаборатории по диагностике туберкулеза (ТБ), где применяется механическая вентиляция Адекватным уровнем вентиляции в ТБ лабораториях обычно считается направленный поток воздуха, обеспечивающий 6-12 воздухообменов в час (КВЧ). Направленный поток воздуха – это движение воздушного потока от чистых зон лаборатории в направлении зон, где возможно образование аэрозолей; затем этот воздух должен быть безопасно удален из помещения. КВЧ - это величина, значение которой показывает, сколько раз в течение одного часа воздух в лабораторном помещении полностью удаляется и заменяется чистым воздухом. При использовании механической вентиляции один из методов измерения КВЧ заключается в следующем: 1. определить вытяжное вентиляционное отверстие или отверстия; 2. закрыть вентиляционное отверстие куском картона, имеющим отверстие размером 10 см x 10 см; 3. измерить скорость оттока воздуха с помощью ванеометра или анемометра; 4. рассчитать объемный расход воздуха для каждого вентиляционного отверстия Q = V x A x 3600 Q = объемный расход воздуха в м3/ч V = скорость движения воздуха в м/с A = площадь отверстия в м2 (например, 10 см [0,1 м] x 10 см = 0,01 м2) 3600 = пересчет секунд в часы; 5. сложить результаты для всех вытяжных вентиляционных отверстий в помещении; 6. измерить объем помещения Объем = длина x ширина x высота = м3 (измерять в метрах); 7. рассчитать КВЧ КВЧ = Q/Vol. Измерения КВЧ при использовании естественной вентиляции дают слишком переменные результаты для получения надежной оценки уровня вентиляции. Предпочтительнее использовать направленный поток воздуха, чтобы обеспечить безопасные условия работы. Обеспечение того, чтобы поток воздуха двигался мимо лаборанта, вдоль всей рабочей зоны, где присутствуют потенциально инфекционные материалы, и удалялся из рабочей зоны комнаты, должно предоставлять защиту от аэрозолей, образующихся в рабочей зоне.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

4. ТБ лаборатории с умеренным уровнем риска Рекомендации, приведенные в этой главе, являются минимальными требованиями, необходимыми для ограничения или уменьшения риска инфицирования в лабораториях, где проводятся специальные процедуры, которые, как считается, связаны с умеренным риском распространения ТБ. Возможно, что могут потребоваться дополнительные меры обеспечения безопасности после оценки рисков, присущих конкретной лаборатории. В лабораториях с умеренным уровнем риска, где соблюдаются минимальные требования биобезопасности, изложенные в этой главе, можно безопасно выполнять определенные процедуры, которые связаны с умеренным риском аэрозолизации образцов при относительно низкой концентрации инфекционных частиц. В лабораториях с умеренным уровнем риска можно проводить: • обработку образцов для инокуляции в первичную среду на основе твердых культур; • выполнение прямого тестирования на лекарственную чувствительность (ТЛЧ) (к примеру, прямой линейный зонданализ, микроскопическое исследование чувствительности к препарату [MODS], нитратредуктазная проба [NRA] на обработанной мокроте). • персонал может работать в помещениях со слабой вентиляцией; • персонал может работать в помещениях с плохим освещением; • БББ могут быть в плохом состоянии и не сертифицированы; • воздухоснабжение ненадлежащим; БББ может быть

• в рабочем пространстве может быть много пыли, которая может блокировать работу высокоэффективных воздушных фильтров (HEPA) в БББ;

• небрежные манипуляции с образцами мог привести к аэрозолизации; • меры предосторожности при использовании устройства для интенсивного смешивания могут не соблюдаться должным образом (например, его использование вне БББ); • контейнеры с образцами могут получить повреждения или протечки во время обработки в центрифуге; • проблемы могут быть связаны с открытием центрифужных стаканов вне БББ; • могут отсутствовать эффективные предупреждения о биологически опасных веществах, а информация о контактных лицах в случае чрезвычайных ситуаций может оказаться неадекватной; • системы охлаждения и отопления могут не работать должным образом.

4.1 Факторы, которые увеличивают риск инфицирования Помимо общих рисков, которые рассматриваются среди мер биобезопасности в Г лаве 2 (такие как: нахождение в лаборатории лиц, не имеющих права доступа, пипетирование ртом, загроможденное рабочее пространство, ненадлежащая утилизация отходов), ТБ лаборатории с умеренным уровнем риска также сталкиваются со следующими проблемами, которые повышают риски:

Надлежащие микробиологические методы имеют решающее значение для сведения к минимуму риска аэрозолизации.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

4.2 Отличительные характеристики и важнейшие минимальные меры биобезопасности В лаборатории, где существует умеренный риск заражения, существуют два уровня сдерживания распространения инфекции: БББ (первичное сдерживание) и собственно лаборатория (вторичное сдерживание). Для устранения специфических рисков, связанных с лабораторией с умеренным уровнем риска заражения, должны быть установлены следующие меры снижения и контроля рисков. 1. Боксы биологической безопасности: Вся обработка и разжижение образцов мокроты, а также манипуляции с разжиженными образцами мокроты необходимо проводить в БББ. Бокс является первичной формой сдерживания распространения инфекции, когда происходит обработка образцов для культуральной инокуляции или для выполнения прямого тестирования на лекарственную чувствительность (ТЛЧ). Следовательно, надлежащие микробиологические методы и правильное использование бокса являются решающими для безопасного выполнения работы. Неправильное использование бокса ведет к высвобождению аэрозолей в зону лаборатории. (См. Г лаву 6 для получения дополнительной информации о БББ). БББ должны быть расположены вдали от основных воздушных потоков и перекрестных потоков воздуха от дверных проемов и систем забора воздуха. Воздух, поступающий из боксов, эксплуатируемых надлежащим образом, проходит через HEPA-фильтры в верхней части бокса, и поэтому может либо переместиться в помещение, либо через вытяжку выйти наружу, в зависимости от степени сложности установленной системы вентиляции. Необходимо наличие достаточного пространства между боксом и потолком для того, чтобы не было препятствий на пути воздушных потоков, удаляемых из бокса. Рекомендуется использовать боксы класса I или класса II; однако они должны быть

сконструированы сертифицированным производителем и проходить регулярное техобслуживание. Как минимум, один раз в год должна проводиться сертификация боксов на предмет должного функционирования. Боксы класса II типа А2 являются предпочтительными, поскольку они обеспечивают защиту как для персонала, так и для среды инокуляции (защита продукта). Боксы класса II типа B являются приемлемыми, но не рекомендуются для новых ТБ лабораторий, поскольку они требуют установки жестких воздуховодов. Кроме того, для них гораздо сложнее обеспечить воздушный баланс, надлежащее обслуживание и должное функционирование. Жесткий воздуховод требует, чтобы система вытяжной вентиляции здания точно соответствовала требованиям к воздушному потоку производителя. Система бесперебойного питания для бокса и вытяжного вентилятора необходима в лабораториях с ненадежной системой энергоснабжения; такая система дает персоналу лаборатории время на то, чтобы безопасно завершить работу с опасными материалами, и загрязненный воздух, остающийся в боксе, мог быть выведен наружу. Устройства для предотвращения обратного потока воздуха должны быть установлены в воздуховоде боксов, чтобы остановить перемещение потенциально загрязненного воздуха обратно в лабораторию в случае сбоя в системе энергоснабжения. Полезно иметь резервный генератор для бокса и другого важного оборудования, например, для инкубаторов и морозильников. 2. Вентиляция: В дополнение к БББ (основной барьер), вторичный барьер (предоставляется непосредственно лабораторией) достигается за счет направления в лабораторию однонаправленного потока воздуха и обеспечения, как минимум, 6-12 КВЧ. Простым методом однонаправленного потока создания воздуха

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

является установка вентиляционного патрубка, через который воздух поступает в чистую зону лаборатории и непрерывно заставляет один или более БББ, оборудованных вытяжной муфтой, направлять воздушный поток в загрязненную зону и удалять воздух из лаборатории за пределы здания. Устройство визуального мониторинга с сигнализацией или без нее должно быть установлено таким образом, чтобы персонал мог обеспечить на постоянной основе поступление надлежащего направленного потока воздуха в лабораторию (см. Вставку 5). Система вентиляции БББ с выводом воздуха наружу, используя вытяжную муфту, помогает обеспечить поступление однонаправленного потока воздуха в лабораторию и удаление из лаборатории контаминированного воздуха БББ через HEPA-фильтры, расположенные в БББ. Когда бокс включен, внешний вентилятор удаляет воздух из бокса и из комнаты. Когда бокс выключен, отработанный воздух удаляется только из комнаты. Внешний вентилятор может быть установлен с обеспечением связи с режимом работы бокса (рабочее состояние или режим ожидания) или без такой связи. Лучше всего, если внешний вентилятор имеет отдельный от бокса выключатель, или он может быть подключен к релейной цепи таким образом, чтобы внешний вентилятор продолжал работать в течение определенного периода времени после выключения БББ с целью удостовериться в том, что весь воздух из БББ был удален наружу. Основное преимущество БББ, соединенного с вентиляционной муфтой, заключается в том, что нет необходимости изменять что-либо в боксе, при этом обеспечивается движение воздушного потока в направлении из лаборатории наружу. Воздух, удаляемый через HEPA-фильтры внутри БББ, может также поступать в лабораторию. Однако, в таких случаях, в здании должна быть установлена отдельная вытяжная система, которая

обеспечивает, как минимум, 6-12 КВЧ в лаборатории. Вентиляционная система здания должна быть сконструирована таким образом, чтобы воздух из лаборатории с умеренным уровнем риска не поступал обратно в другие помещения внутри здания. Отработанный воздух из лаборатории должен выходить наружу с таким расчетом, чтобы он мог рассеиваться вдали от служебных и жилых зданий и отверстий для забора свежего воздуха. В ТБ лабораториях с умеренным и высоким уровнем риска окна следует постоянно держать закрытыми. • Средства индивидуальной защиты: Каждая лаборатория должна оценить свои риски (например, путем оценки видов деятельности и рабочей нагрузки лаборатории, распространенности туберкулеза и распространенности лекарственно-устойчивых штаммов), и принять решение об уровне средств индивидуальной защиты, подходящих для персонала. Защитные лабораторные халаты и перчатки следует постоянно носить в лаборатории, где существует умеренный риск инфекции. Во время обработки проб, образцы должны быть разжижены; это повышает вероятность генерации аэрозолей, поэтому меры по сведению к минимуму процесса образования аэрозолей имеют важное значение. Перчатки следует регулярно менять. Персонал всегда должен мыть руки перед уходом из лаборатории. Респираторы не требуются при условии, что образцы обрабатываются в должным образом эксплуатируемом БББ с применением надлежащих микробиологических методов. Респираторы не следует рассматривать как альтернативу БББ.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

• Устройство лаборатории: Лаборатория должна быть отделена от других частей здания, в которых разрешен свободный проход. Раковина для мытья рук должна располагаться у выхода из лаборатории. • Деконтаминация и удаление отходов: Все инфекционные отходы должны быть удалены из лабораторий с умеренным уровнем риска для надлежащей утилизации. Отходы должны перевозиться в запечатанных пластиковых пакетах или контейнерах с соблюдением соответствующих местных правил. Любые материалы, которые используются повторно, должны быть обеззаражены с применением соответствующего дезинфицирующего средства или в автоклаве до их удаления из лаборатории. • Минимизация образования аэрозолей: Обучение персонала всегда должно включать информацию о самых безопасных методах, которые следует применять при работе с культурами, чтобы избежать

вдыхания аэрозолей, образующихся при использовании трансферпетель, при пипетировании, вскрытии контейнеров с образцами, обращении с поврежденными или протекающими контейнерами, центрифугировании и интенсивном перемешивании. Следует не допускать возможности разбрызгивания инфекционного материала при использовании открытого пламени горелки Бунзена, применяя для этого закрытую электрическую микропечь для стерилизации многоразовых петель. Рекомендуется использовать стерильные одноразовые трансфер-петли и трансфер-пипетки. Центрифуги требуют наличия предохранительных клапанов и изолирующих роторов. Инфекционные материалы могут помещаться в центрифугу в открытой лаборатории при условии, что используются герметичные предохранительные крышки центрифуги, и стаканы загружаются и разгружаются внутри БББ.

Вставка 5. Как рассчитать количество воздухообменов в час (КВЧ) в лаборатории, где расположен бокс биобезопасности (БББ), подсоединенный к вытяжной муфте • Рассчитать объем комнаты в лаборатории (площадь пола x высота комнаты). • Рассчитать требуемый объем КВЧ (умножить объем комнаты на 6 для минимального количества воздухообменов и на 12 для максимального количества воздухообменов). • Определить количество БББ и объем воздуха, удаляемого из каждого бокса. Удаляемый воздух из одного БББ шириной 150 см будет составлять около 500 м3/ч, (то есть, зона притока воздуха 1,50 м х 0,2 м x скорость воздуха 0,38 или 0,5 м/с x 3600 с = 410-540 м3/ч). Рассчитать этот показатель для каждого типа используемого бокса. • Определить мощность внешнего вытяжного вентилятора, установленного на конце вентиляционного трубопровода; эта мощность должна превышать объемную скорость потока каждого БББ на 30-50%; следует обеспечить управляемость и подключение к источнику бесперебойного питания. Воздух из БББ должен проходить по вентиляционным трубам, диаметр которых превышает 20 см. Например: лаборатория площадью 5 м x 10 м с высотой потолков 2,5 м потребует от 750 до 1500 м3 воздуха, который должен удаляться каждый час, чтобы обеспечить требуемое количество воздухообменов от 6 до 12 для комнаты такого объема.Таким образом, два БББ, подсоединенных к вытяжной муфте, могут удалять из лаборатории около 1300-1500 м3 воздуха в час. • Систему вентиляции для лаборатории следует проектировать с участием квалифицированного специалиста - инженера.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

5. ТБ лаборатории с высоким уровнем риска (изолированные ТБ лаборатории) Термин «изолированная ТБ лаборатория» означает объект, который имеет минимальные конструктивные особенности, необходимые для безопасных манипуляций с ТБ культурами. Этот тип лаборатории может отвечать или не отвечать всем требованиям лаборатории с уровнем биологической безопасности 3, как описано в Практическом руководстве ВОЗ по биологической безопасности в лабораторных условиях2. Все помещения лаборатории должны соответствовать местным и национальным нормативным требованиям. Рекомендации, приведенные в этом руководстве, являются минимальными требованиями, необходимыми для ограничения или уменьшения риска инфицирования в лабораториях, где проводятся специальные процедуры, которые, как считается, имеют высокий риск распространения ТБ. Возможно, что могут потребоваться дополнительные меры обеспечения безопасности после оценки рисков, присущих конкретной лаборатории. Лаборатории с высоким уровнем риска (также известные как изолированные ТБ лаборатории), где соблюдаются минимальные требования биобезопасности, изложенные в этой главе, предназначены для работы с большими объемами и концентрациями микроорганизмов M. tuberculosis и для выполнения процедур, которые влекут за собой повышенный риск образования аэрозолей. В лабораториях с высоким уровнем риска можно проводить: • манипуляции с культурами для выявления M. tuberculosis; • манипуляции с культурами или взвесями туберкулезных бацилл для всех непрямых методов тестирования на лекарственную чувствительность (ТЛЧ) и молекулярных анализов. В ТБ лабораториях, которые классифицируются как имеющие высокий уровень риска, все процедуры по обработке жизнеспособных культур M. tuberculosis и водных суспензий туберкулезных бацилл для целей идентификации, непрямого ТЛЧ и молекулярного анализа должны проводиться внутри БББ в изолированной ТБ лаборатории. классифицированных как имеющие умеренный уровень риска, и в дополнение к общим рискам, которые рассматриваются в составе мер биобезопасности в Г лаве 2, лаборатории с высоким уровнем риска (или изолированные лаборатории) сталкиваются также со следующими проблемами, которые повышают риски: • сотрудники должны открывать пробирки с положительными культурами; • сотрудники должны подготавливать мазки из положительных культур; • выделение ДНК должно проводиться на положительных культурах; • Манипуляции с культурами идентификации и непрямого ТЛЧ; для

• поврежденные контейнеры с культурами должны быть утилизированы; • культуры и зоны, где произошло разлитие, должны быть деконтаминированы.

5.2 Отличительные характеристики и требуемые меры биобезопасности Как и в лабораториях с умеренным уровнем риска, в лабораториях с высоким уровнем риска существуют два уровня сдерживания распространения инфекции: БББ (первичное сдерживание) и собственно лаборатория (вторичное сдерживание).

5.1 Факторы, которые увеличивают риск инфицирования В дополнение к опасным факторам, которые рассматриваются в Г лаве 4 для ТБ лабораторий,

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

В дополнение к требованиям техники безопасности для лабораторий с умеренным уровнем риска, к лабораториям с высоким уровнем риска (или изолированным ТБ лабораториям) предъявляются следующие дополнительные требования.

2. Средства индивидуальной защиты: Каждая лаборатория должна оценить свои риски и принять решение об уровне средств индивидуальной защиты, подходящих для персонала. Следует обязательно носить защитные лабораторные халаты. Спереди должен быть плотный фартук, и лабораторные халаты должны быть непроницаемыми для жидкостей. Эти халаты должны иметь длинные рукава с манжетами на резинке (длиной не менее 30 мм) и застегиваться сзади. Следует обязательно носить перчатки. Персонал всегда должен мыть руки перед уходом из лаборатории. Использование шапочек, бахил или специальной обуви является необязательным; они могут использоваться в качестве дополнительных средств защиты. Однако все виды защитной одежды, используемые в изолированной ТБ лаборатории нельзя носить в других зонах лаборатории. Респираторные маски обеспечивают дополнительную защиту во время проведения процедур высокого риска, например, манипуляции с жидкими культурами для идентификации и ТЛЧ, когда происходит образование аэрозолей с высокими концентрациями инфекционных частиц. Не следует рассматривать защитные респираторные маски в качестве замены плохо функционирующего или несертифицированного БББ. Во всех случаях надлежащие микробиологические методы имеют важное значение для минимизации риска инфекции, полученной в лаборатории.

1. Устройство

лаборатории: Два комплекта входных дверей имеют важное значение для создания вестибюля изолированной лаборатории. Данная конструкция обеспечивает физический барьер между изолированной зоной и внешними зонами лаборатории. Она также обеспечивает поступление в лабораторию однонаправленного потока воздуха. Вестибюль должен быть оборудован специальными устройствами для отделения чистой и контаминированной одежды. Двери в вестибюле могут быть самозакрывающимися и с взаимной блокировкой так, чтобы только одна дверь могла быть открыта в конкретный момент времени. Для аварийного выхода может быть использована выбиваемая панель. Поток воздуха может поступать в изолированную ТБ лабораторию через тамбур; в нижней части дверей тамбура могут быть установлены решетки, оборудованные предфильтрами, чтобы убедиться, что только чистый воздух поступает в изолированную ТБ лабораторию. Следует сделать смотровое окно, чтобы иметь возможность снаружи наблюдать за тем, что происходит в изолированной лаборатории.

РЕКОМЕНДАЦИЯ ГРУППЫ ЭКСПЕРТОВ Практическое руководство ВОЗ по биологической безопасности в лабораторных условиях2 рекомендует, чтобы изолированные лаборатории могли быть герметизированы для проведения деконтаминации с помощью фумигации. Группа экспертов установила, что возможность герметизации изолированной ТБ лаборатории для целей деконтаминации не является обязательным требованием, если образование аэрозолей, содержащих инфекционные частицы в результате высушивания бактерий, представляется маловероятным. Таким образом, Группа экспертов пришла к выводу о том, что процедуры деконтаминации поверхностей являются достаточными для изолированных ТБ лабораторий, и что возможность проведения фумигации в изолированной лаборатории не является обязательным требованием.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

3. Деконтаминация и удаление отходов: Автоклав должен быть установлен в непосредственной близости от изолированной ТБ лаборатории, что позволит проводить стерилизацию пробирок и флаконов с культурами туберкулезных бактерий до их удаления для утилизации. Все другие инфекционные отходы должны быть удалены из изолированной ТБ

лаборатории для надлежащей утилизации. Их транспортировка осуществляется в запечатанных пластиковых пакетах или контейнерах в соответствии с местными правилами. Любые повторно используемые материалы должны быть деконтаминированы с применением соответствующего дезинфицирующего средства или в автоклаве до их удаления из лаборатории.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

6. Оборудование для обеспечения безопасности Оборудование для обеспечения безопасности может использоваться для устранения или уменьшения определенных рисков в ТБ лабораториях (Таблица 4). Такое оборудование дает гарантии защиты только, если оператор является компетентным и использует надлежащие методы работы. Необходимо регулярно проверять оборудование, чтобы убедиться в его безопасной работе.

6.1.1 Выбор бокса биологической безопасности для ТБ лаборатории Ниже приводится описание двух типов БББ, которые наилучшим образом подходят для лабораторий с умеренным и высоким уровнем риска (изолированных ТБ лаборатории). Класс I • БББ этого типа защищают оператора и окружающую среду от вредного воздействия, но не защищают продукт. Отсутствие защиты продукта может способствовать повышению контаминации, особенно при приготовлении и инокуляции жидких культур (см. Рисунок 1). Класс II • БББ класса II защищают оператора, окружающую среду и продукт от возможной контаминации. В боксах типа А2 все биологически контаминированные трубопроводы находятся под отрицательным давлением или окружены трубопроводами, находящимися под отрицательным давлением (см. Рисунок 2). (Это ПРЕДПОЧТИТЕЛЬНЫЙ тип БББ). • БББ класса II типа A1 считаются неудачным выбором, так как вентиляционные трубы могут быть контаминированы, а отсеки имеют положительное давление относительно комнаты. • БББ класса II типа B1 и типа B2 должны быть обязательно подключены к внешней вытяжке; это означает, что вытяжная система здания должна точно соответствовать требованиям к воздушным потокам, оговоренным производителем как для объемного, так и статического давления. Следовательно, сертификация, эксплуатация и техобслуживание этих типов БББ являются более сложными, поэтому использовать эти боксы в новых ТБ лабораториях не рекомендуется.

6.1 Боксы биологической безопасности Ввиду своего малого размера каплеобразные частицы аэрозолей, которые могут образовываться в результате выполнения некоторых лабораторных процедур, могут оставаться незамеченными для сотрудников лаборатории; это может привести к вдыханию инфекционных агентов или перекрестной контаминации рабочих поверхностей или материалов. БББ предназначены для защиты людей и окружающей среды от воздействия инфекционных агентов и в зависимости от своей классификации предлагают различные уровни защиты от контаминации образцов и культур. HEPA-фильтр в вытяжной системе БББ эффективно улавливает инфекционные организмы и гарантирует вывод из бокса только свободного от микробов отработанного воздуха. HEPA-фильтр, установленный в БББ над рабочей поверхностью БББ, защищает поверхности и материалы от контаминации. Этот процесс часто называют защитой продукта. Существуют три класса БББ: I, II и III (соответствующие стандартам AS/NZS 2252.1:1994, AS/NZS 2252.2:1994, ANSI/NSF 49 - 2008)18,19,20. Согласно стандарту ANSI/NSF 49 - 2008 БББ класса II имеют различные типы (известные как A1, A2, B1, B2); они используются для классификации различных структур воздушного потока, скорости, размещения HEPA-фильтра внутри бокса, интенсивности вентиляции и методов проветривания.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

БББ должны быть оборудованы HEPAфильтрами, которые соответствуют действующим международным стандартам (например, европейские стандарты EN12469 или стандарт США NSF/ANSI 9 – 2008) 20,21. Для всех закупок новых БББ рекомендуются боксы класса II типа A2 с подъемной рамой. При выборе БББ в первую очередь следует ориентироваться на то, какой тип защиты необходим: защита продукта или защита оператора от риска инфекции. Выбор правильного типа БББ, его установка, надлежащая эксплуатация и ежегодная сертификация работы - сложные процессы. Настоятельно рекомендуется, чтобы эти процессы выполнялись квалифицированными и опытными специалистами, хорошо знакомыми со всеми аспектами работы БББ. БББ должны быть подключены к источникам бесперебойного питания с тем, чтобы персонал имел достаточно времени для завершения процедуры в случае отключения электроэнергии. Боксы биологической безопасности должны проходить сертификацию во время установки, после всех перемещений, а также после любого ремонта или замены фильтра; они также требуют регулярного (ежегодного) техобслуживания для обеспечения надлежащего функционирования. Задержки с техобслуживанием или привлечение недостаточно квалифицированного персонала для проведения технического обслуживания могут подвергнуть риску сотрудников лаборатории (См. раздел 6.1.5).

6.1.2 Боксы биологической безопасности класса I БББ класса I функционируют за счет притока нефильтрованного комнатного воздуха через открытое фронтальное пространство, его перемещения вдоль рабочей поверхности и выхода наружу через вытяжное устройство. БББ класса I защищают оператора, но не защищают от контаминации продукт (например, образцы и культуры), с которым ведется работа, так как нестерилизованный комнатный воздух проходит вдоль рабочей поверхности. На Рисунке 1 приведена схематическая диаграмма БББ класса I. Комнатный воздух поступает через открытое фронтальное пространство с минимальной скоростью 0,38 м/с (NSF/ANSI)20 или 0,4 м/с (EN12469) 21. Затем он проходит вдоль рабочей поверхности и выходит наружу через вытяжное устройство. Направленный поток воздуха несет аэрозольные частицы, которые могут образоваться на рабочей поверхности, в направлении от оператора в сторону вытяжного устройства. Открытое фронтальное пространство позволяет рукам оператора совершать манипуляции на рабочей поверхности внутри бокса, при этом он или она может наблюдать за работой через стеклянное окно. Это окно можно поднять вверх полностью для получения доступа к рабочей поверхности, например для чистки или для иных целей. Воздух выводится из бокса через HEPA-фильтр: (a) в лабораторию и затем за пределы здания через вытяжную систему здания; или (b) наружу через вытяжную систему здания; или (c) сразу наружу. HEPA-фильтр может быть расположен в вытяжном вентиляционном канале БББ или в вытяжной системе здания. Некоторые БББ класса I оборудованы встроенным вытяжным вентилятором, тогда как другие используют вентилятор, встроенный в вытяжную вентиляционную систему здания.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Рисунок 1. Схематическая диаграмма бокса биологической безопасности класса I A – открытая передняя часть; B – подъемная рама; C - выпускной HEPA-фильтр; D – выпускной отсек.

воздуха. Скорость входящего потока воздуха на уровне передней дверцы должна быть не менее 0,38 м/сек. После прохождения через распределительную решетку подаваемый воздух движется вверх и проходит через HEPAфильтр, после чего он попадает вниз на рабочую поверхность. Поток воздуха идет вниз, и на расстоянии приблизительно в 6–18 см от рабочей поверхности он разделяется на два потока так, что примерно одна половина объема воздуха проходит через переднюю выпускную решетку, а вторая половина – через заднюю выпускную решетку. Любые аэрозольные частицы, образовавшиеся на рабочей поверхности, тотчас же захватываются этим нисходящим потоком воздуха и выводятся через переднюю или заднюю выпускные решетки, обеспечивая тем самым максимальный уровень защиты препарата. Воздух затем выводится через задний отсек в пространство между впускным и выпускным фильтрами, расположенными в верхней части бокса. В связи с относительными размерами этих фильтров приблизительно 60-70% воздуха рециркулируется через впускной HEPAфильтр обратно в рабочую зону; остальные 30–40% выводятся через выпускной фильтр в помещение или за пределы здания. Воздух, выводимый из БББ класса II типа A2, можно подавать обратно в помещение или выводить за пределы здания с помощью насадки на специальный трубопровод; ни в коем случае НЕЛЬЗЯ выводить воздух через вытяжную систему здания. В изолированной лаборатории, где воздух из БББ класса II рециркулируется обратно в помещение, необходимо установить отдельную выделенную вентиляционную систему для того, чтобы обеспечить поступление в лабораторию однонаправленного потока воздуха с 6-12 КВЧ. Рециркуляция отработанного воздуха обратно в помещение имеет преимущество снижения энергозатрат здания, потому что нагретый или охлажденный воздух не выводится за пределы здания.

Воздух, очищенный HEPA-фильтром

Воздух из помещения

6.1.3 Боксы биологической безопасности класса II типа A2 В отличие от боксов класса I, в БББ класса II поступает только воздух, который проходит очистку HEPA- фильтром (стерильный), который затем поступает в рабочую зону бокса. БББ класса II типа A2 показан на Рисунке 2. Встроенный вентилятор осуществляет забор воздуха из помещения (приточный воздух) в бокс через переднюю дверцу и переднюю распределительную решетку по забору

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Рисунок 2. Схематическая диаграмма бокса биологической безопасности класса II типа A2. A – открытая передняя часть; B - подъемная рама; C - выпускной HEPA-фильтр; D - впускной HEPAфильтр; E - отсек с положительным давлением; F - отсек с отрицательным давлением. Воздух, очищенный HEPA-фильтром

Рисунок 3). Насадка присоединяется к корпусу бокса в месте вытяжки и через нее воздух высасывается из бокса в систему вытяжки здания. Между насадкой и корпусом бокса в месте вытяжки оставляется небольшое отверстие (обычно шириной 5 см), которое дает возможность отводить воздух в систему вытяжки здания. Мощность вентиляционной системы здания должна быть достаточной, чтобы обеспечивать вытяжку воздуха как из бокса, так и из помещения. Насадка должна быть съемной или сконструирована таким образом, чтобы обеспечить возможность операционного тестирования бокса. Как правило, колебания потоков воздуха в здании незначительно влияют на эффективность БББ с подсоединением с помощью насадки. Одним из преимуществ использования насадок для присоединения является отсутствие необходимости в каких-либо корректировках БББ и неизменность давления в помещении. Для поддержания контролируемого постоянного пониженного давления в изолированном помещении, как правило, необходим регулирующий клапан для системы вытяжки, который обеспечит баланс воздушного потока, проходящего через насадку, и выпускной емкости внешнего вентилятора, расположенного у основания трубопровода. Другим преимуществом использования насадки для подсоединения является тот факт, что в случае отключения электричества воздушный поток, поступающий обратно в помещение с пониженным давлением, будет проходить почти исключительно через насадку и не смоет бактерии с HEPA-фильтра. Установка клапана, который не пропустит обратный поток воздуха в трубопровод, обеспечит, чтобы поступающий воздух проходил через отверстие для забора чистого воздуха.

D B A E

Воздух из помещения

6.1.4 Присоединение с помощью насадки Конструкция БББ класса II типа A2 с выводом воздуха за пределы здания предусматривает присоединение с помощью насадки (см.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Рисунок 3. Схематическая диаграмма насадки для боксов биологической защиты класса II типа A2 с отводом воздуха непосредственно за пределы лаборатории

Вытяжной вентилятор Насадка

Вытяжной зонт

Поступление воздуха из помещения через зазор

Выпуск воздуха из БББ

6.1.5 Использование боксов биологической безопасности в лаборатории Размещение Целостность направленного притока воздуха нестабильна и легко может быть нарушена другими потоками воздуха, создаваемыми людьми, проходящими около БББ, открытыми окнами, заслонками регулирования подачи воздуха, а также открывающимися и закрывающимися дверьми. В идеале, БББ должен быть установлен в соответствии с рекомендациями производителя, в месте, удаленном от проходов и разного рода воздушных потоков. По возможности, следует оставить по 30 см свободного пространства сзади и по бокам бокса, чтобы иметь возможность легкого доступа для технического обслуживания. Пространство в 30–35 см над боксом может потребоваться для точного измерения скорости прохождения воздуха через выпускной фильтр и для замены этого фильтра.

Операторы Неправильное использование БББ может сильно уменьшить эффективность их защитных свойств. В некоторых случаях неправильное использование бокса может даже привести к повышению риска для лаборанта. Письменные протоколы, а также руководства по биобезопасности, должны быть выданы персоналу лаборатории, и они должны подписать форму, чтобы подтвердить, что они прочли и поняли необходимые протоколы. Необходимо провести наблюдение за работой всех сотрудников, пользующихся БББ, чтобы убедиться, что они следуют правильным методам работы, прежде чем они будут регулярно выполнять тестирование в БББ. Операторам необходимо тщательно следить за поддержанием постоянства поступающего через открытую переднюю часть бокса воздуха во время передвижения рук внутрь бокса и из него. Руки следует передвигать медленно и перпендикулярно плоскости открытой передней части. Манипуляции с материалами можно начинать только через 2 минуты после

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

того, как руки передвинуты внутрь бокса, чтобы нарушенный поток воздуха «успокоился» и начал обтекать кисти рук и предплечья. Количество передвижений через открытую переднюю часть также следует свести к минимуму, поместив для этого все необходимые предметы в бокс до начала манипуляций. Размещение материала Передняя заборная решетка БББ класса II не должна перекрываться бумагой, оборудованием или иными предметами. Рекомендуется выполнять все виды работ на пропитанных дезинфицирующим средством абсорбентных салфетках, улавливающих капли и брызги. Все материалы

следует помещать как можно глубже внутрь бокса – к заднему краю рабочей поверхности, но не блокируя заднюю решетку. Оборудование, которое может генерировать аэрозоли (например, миксеры и центрифуги), следует размещать у задней стенки бокса. Объемные предметы (такие как биозащитные мешки, поддоны для отработанных материалов), следует располагать на одной стороне внутри бокса. Работать на рабочей поверхности следует в направлении от чистой зоны к контаминированной ее части. Не следует помещать внутрь БББ документы. Бокс не должен быть перегружен, так как загромождение бокса может повлиять на эффективность воздушного потока (См. Рисунок 4).

Рисунок 4. Типовое расположение материала при работе в направлении от чистой зоны к контаминированной в боксе биологической безопасности класса II. Чистые материалы располагаются в боксе с левой стороны; инокуляция образцов осуществляется в центральной части бокса; а контаминированные пипетки и другие материалы помещаются в контейнеры для отходов с правой стороны бокса. Если оператор левша, то расположение материалов можно поменять местами. Чистая зона Рабочая зона Контаминированная зона

Пробирка Falcon Пипетки Вихревой миксер Пробирки с суспензионными культурами Центрифужный стакан

Контейнер для отходов

Решетка

Абсорбирующее покрытиерабочей поверхности

Лампы ультрафиолетового света В БББ, используемых в ТБ лабораториях, не рекомендуется устанавливать лампы ультрафиолетового света.

Открытое пламя Следует избегать наличия открытого пламени в БББ, так как открытое пламя нарушает структуру потока воздуха в боксах. Для

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

стерилизации бактериологических петель имеются микросжигатели или электрические печки, которые предпочтительнее открытого пламени. Также более предпочтительным является использование одноразовых петель и одноразовых трансфер-пипеток. Пролитая жидкость Копия лабораторной инструкции по обращению с пролитыми жидкостями должна быть вывешена, изучена и усвоена всеми сотрудниками лаборатории. Если биологически опасный материал разлился в БББ, следует немедленно начать процедуру очистки при работающем боксе. Следует использовать эффективное дезинфицирующее средство и применять его таким образом, чтобы свести к минимуму образование аэрозолей. Все материалы, имевшие контакт с разлитым веществом, должны быть дезинфицированы и утилизированы надлежащим образом. Сертификация Функционирование и неповрежденность каждого БББ должны быть сертифицированы в соответствии с национальными или международными стандартами качества во время установки, после каких-либо перемещений в лаборатории и затем регулярно (не менее одного раза в год) квалифицированным персоналом в соответствии со спецификациями завода-изготовителя. Оценка эффективности изоляции бокса должна включать тесты на целостность бокса, утечки в HEPA-фильтрах, скоростные характеристики нисходящего потока, скорость в передней части, показатель отрицательного давления и вентиляции, проверку воздушного потока с помощью дыма, а также сигнализации и соединений. Скорость потока воздуха, проходящего через переднюю часть БББ должна отвечать спецификациям завода-изготовителя. Факультативно можно также проверить электроизоляцию, интенсивность освещения, интенсивность ультрафиолетового света, уровни шума и вибрации. Для выполнения этих тестов требуется специальное обучение, навыки и оборудование, поэтому настоятельно рекомендуется, чтобы все эти тесты и проверки были проведены квалифицированным

персоналом. Специалист должен знать и пройти обучение по всем аспектам БББ. Чистка и дезинфекция рабочей зоны По окончании работы поверхности всех предметов внутри БББ, включая оборудование, должны быть продезинфицированы, и они должны быть удалены из бокса. Внутренние поверхности БББ необходимо деконтаминировать до и после каждого использования. Рабочую поверхность и стенки следует протирать дезинфицирующим средством, убивающим все микроорганизмы, которые могут остаться внутри бокса. В конце рабочего дня окончательная деконтаминация поверхности должна включать протирку рабочей поверхности, боковых и задней стенок и внутренней поверхности стекла. Если при проведении дезинфекции использовались вещества, вызывающие коррозию, например отбеливатели, необходимо провести вторичную обработку поверхностей стерильной водой. Прежде чем выключить бокс, необходимо оставить его в рабочем состоянии в течение еще 15 минут, с тем чтобы очистить находящийся в нем воздух. Деконтаминация БББ следует тщательно дезинфицировать перед сменой фильтров и до перемещения бокса. Деконтаминация должна включать отсеки и фильтры. Смотри стандарт NSF/ANSI 49 – 2008 касательно процедур и подробной информации по деконтаминации20. Деконтаминация должна проводиться квалифицированным персоналом. Сигнализация БББ должны быть оснащены одним или двумя звуковыми сигналами тревоги. Оконная сигнализация устанавливаются только в боксах с подъемными рамами. Сигнал тревоги срабатывает, когда сотрудник лаборатории установил подъемную раму в неправильное положение. Когда звучит сигнал тревоги, следует вернуть подъемную раму в правильное положение. Сигнализация воздушного потока свидетельствует о прекращении нормального режима воздушного потока в боксе. Этот сигнал предупреждает о немедленной опасности для

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

оператора или препарата. Когда звучит этот сигнал, следует немедленно прекратить работу в боксе и уведомить руководителя лаборатории. Подробная информация о дальнейших действиях должна содержаться в инструкции заводаизготовителя. Этот аспект должен включаться в учебную подготовку по использованию БББ.

должно осуществляться в соответствии со спецификациями завода-изготовителя.

6.3 Автоклавы В ТБ лабораториях общего назначения, где выполняются диагностические тесты, автоклавирование или использование насыщенного пара под давлением является наиболее эффективным и надежным способом стерилизации лабораторных приборов, материалов из стекла и питательной среды. Автоклавы также используются для деконтаминации биологических материалов (например, микробактериальных культур). Два фактора определяют оптимальное функционирование автоклава: (1) весь воздух в камере должен быть заменен на пар; и (2) температура должна быть 121°C. Автоклавы следует располагать вдали от рабочей зоны лаборатории, так как они могут быть шумными, горячими и выпускать пар. Автоклав, используемый для деконтаминации инфекционных материалов, должен иметь вентиляционный клапан с бактериальным фильтром. Автоклавируемый стерильный фильтр должен состоять из фильтровального картриджа с мембраной (размер пор – 0,2 мкм), встроенного в баростойкий корпус; фильтр должен быть легко заменяем. Фильтр автоматически стерилизуется во время каждого процесса стерилизации. Автоклав ДОЛЖЕН быть в наличии в каждом помещении, где выполняются тесты с ТБ культурами, и в идеале должен находиться в изолированной ТБ лаборатории. Необходимо всегда соблюдать инструкции завода-изготовителя по эксплуатации и очистке автоклава.

6.2 Центрифуги с чашками безопасности Во время процесса центрифугирования возможно образование аэрозолей. Таким образом, необходимо строго соблюдать меры безопасности при работе с центрифугами. Во время работы центрифуги крышка должна быть плотно закрыта. Использование широкой плотной прокладки гарантирует герметичность крышки. Нельзя открывать крышку до полной остановки работы ротора. Надлежащие роторы имеют чашки безопасности для каждого паза. Чашки безопасности для индивидуальных стаканов и пробирок следует держать закрытыми надлежащим образом до начала работы центрифуги. Чтобы не допустить образования аэрозолей, индивидуальные герметично закрытые центрифужные стаканы следует загружать и разгружать в БББ. Для обработки ТБ культур рекомендуется использовать рефрижераторные центрифуги с качающимися стаканами. При использовании микро-центрифуги для выделения ДНК, необходим ротор безопасности с завинчивающейся крышкой. Микро-центрифугу следует загружать и разгружать внутри БББ. Центрифуги следует регулярно осматривать на предмет износа. Техобслуживание

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Таблица 4. Оборудование по обеспечению безопасности, используемое для обработки образцов в ТБ лабораториях, потенциальные опасные факторы и связанные с ними меры безопасности Потенциальные опасности или факторы риска

Оборудование Бокс биологической безопасности Класс I

Меры безопасности

Образование аэрозолей и разбрызгивание

•

Минимальный приток воздуха (фронтальная скорость) у смотрового окна на рабочем месте согласно рекомендациям завода-изготовителя; отработанный воздух выводится через HEPA-фильтр Обеспечивает защиту для оператора и окружающей среды Минимальный приток воздуха (фронтальная скорость) у смотрового окна на рабочем месте согласно рекомендациям завода-изготовителя; отработанный воздух выводится через HEPA-фильтр Обеспечивает защиту для оператора, препаратов и окружающей среды Не является заменой БББ Минимальный приток воздуха (фронтальная скорость) у смотрового окна на рабочем месте согласно спецификации. Отсутствие HEPA-фильтра Обеспечивает ограниченную защиту для оператора. Содержат аэрозоли

• Класс II Образование аэрозолей и разбрызгивание •

• Вентилируемое рабочее место Образование аэрозолей и разбрызгивание • •

• • Центрифуги с чашками безопасности или герметичным ротором Средства для пипетирования Образование аэрозолей и разлитие Факторы риска при пипетировании ртом (например, попадание внутрь патогенов, вдыхание аэрозолей, образуемых при контакте рта с пипеткой, выдувание жидкости из пипетки, образование капель на кончике пипетки, контаминация контактного конца пипетки) •

• •

Простота использования Контроль контаминации приемного отверстия пипетки, защита средства пипетирования, пользователя и вакуумной трубки Возможность стерилизации Контроль стекания кончика пипетки материала с

• •

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Оборудование Микросжигатели для трансфер-петель, одноразовых петель

Потенциальные опасности или факторы риска Брызги петель от трансфер- •

Меры безопасности В микросжигателях петли помещаются в открытые стаканы или керамические пробирки; нагрев осуществляется с помощью газа или электричества Микросжигатель не требуется при использовании одноразовых петель. Г ерметичная конструкция с крышкой или колпачком Длительного пользования Возможность автоклавирования

• Г ерметичные пробирки для сбора и транспортировки инфекционных материалов для стерилизации в лаборатории Контейнеры для утилизации острых предметов Контейнеры для транспортировки между лабораториями и учреждениями Образование аэрозолей, разлития и протечки • • •

Колотые раны

• •

Возможность автоклавирования Прочные, защищенные от прокалывания Прочные Водонепроницаемые, первичное и вторичное хранение, предотвращают разлития Абсорбирующие материалы предотвращают разлития Одобренная конструкция Эффективная термическая стерилизация

Высвобождение микроорганизмов

• •

• Автоклавы (ручные или автоматизированные) Стерилизация положительных культур до удаления из лаборатории • •

HEPA - фильтр тонкой очистки воздуха; БББ – бокс биологической безопасности.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

7. Средства индивидуальной защиты и одежда Средства индивидуальной защиты и одежда могут выступать в качестве барьеров для минимизации риска воздействия аэрозолей, брызг и случайной инокуляции. Выбор одежды и снаряжения зависит от характера работы. Защитную одежду следует надевать всякий раз, когда сотрудники работают в лаборатории (см. Вставку 6). Перед тем как покинуть лабораторию, сотрудники должны снять защитную одежду и вымыть руки. В Таблице 5 приведены типы средств индивидуальной защиты, используемые в лабораториях с указанием всех видов защиты в каждом конкретном случае.

Таблица 5. Средства индивидуальной защиты и одежда для персонала ТБ лабораторий Средства защиты Лабораторные куртки Потенциальная опасность Контаминация личной одежды оператора • Меры безопасности Лабораторные куртки обычно имеют длинные рукава и застегиваются спереди для защиты личной одежды оператора. Их следует носить при работе в условиях, когда имеется низкий уровень риска инфицирования ТБ. Эти халаты должны иметь длинные рукава с манжетами на резинке (длиной не менее 30 мм). Эти халаты должны застегиваться сзади. Халаты должны закрывать личную одежду оператора Имеющиеся в наличии модели включают N95 (стандарт США) и FFP2 (Европейский стандарт); фильтрующие лицевые маски и полумаски; Одноразовые микробиологически устойчивые латексные, виниловые или нитриловые

•

Лабораторные халаты

Контаминация личной одежды оператора

•

• • Респираторы Вдыхание аэрозолей •

Перчатки

Прямой контакт с микроорганизмами

•

7.1 Лабораторные халаты Лабораторные халаты должны иметь длинные рукава и застегиваться сзади. Если лаборант работает стоя, длина халата должна быть ниже высоты рабочего места; халат должен полностью закрывать колени лаборанта, когда он или она сидит. Повторно используемые халаты должны подвергаться автоклавированию перед их стиркой. Халаты не следует уносить домой

для стирки, прачечные услуги должны быть обеспечены в лаборатории или вблизи ее. Лабораторные халаты следует менять, как минимум, один раз в неделю и сразу же после явной контаминации. Лабораторные халаты запрещается носить вне лаборатории. Зона для переодевания должна быть расположена в зоне хранения халатов. Все сотрудники лаборатории, а также все,

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

кто входит в лабораторию, обязаны надевать халаты. Защитная лабораторная одежда не должна храниться в тех же шкафах, что и личная одежда. Запасные халаты всегда должны быть в наличии на случай контаминации.

7.2 Респираторы Респираторы обычно не требуются для работы в ТБ лабораториях. Однако они могут быть рекомендованы после оценки риска, если в изолированной ТБ лаборатории осуществляются манипуляции с культурами. Даже если их не носят регулярно, респираторы должны быть в наличии в лаборатории, где проводятся манипуляции с культурами, на случай случайного возникновения биологической опасности (например, разлитие) за пределами БББ. Респираторы должны входить в лабораторный комплект по очистке разлитий. Респираторы никогда не должны использоваться в качестве замены правильно функционирующего и обслуживаемого БББ. Респираторы N95 (стандарт США NIOSH N95) или FFP2 (Европейский стандарт EN149:2001) следует носить, если это рекомендовано после оценки риска. Т акие респираторы весят мало, являются одноразовыми, закрывают нос и рот и фильтруют 94-95% частиц размером ≥0,3–0,4 мкм. Если респираторы используются в лаборатории, весь персонал должен быть проинструктирован и обучен, как их следует использовать и надевать надлежащим образом, и должен знать их ограничения. В идеале сотрудники должны пройти тест по надеванию респираторов, чтобы не допустить негерметичности. Респираторы не следует использовать людям с усами или бородой. Респираторы должны храниться в удобном, чистом и сухом месте, их не следует носить за пределами лаборатории. После того как респиратор надет, ни при каких обстоятельствах нельзя касаться его лицевой части. Сотрудники не должны сдвигать респиратор вниз под подбородок или вверх на голову, отвечая на телефонный звонок или разговаривая по телефону. Респираторы следует проверять на предмет герметичности перед каждым использованием, чтобы убедиться в отсутствии проколов, кроме проколов вокруг скобы, и повреждений

(повреждением считаются увеличенные отверстия в результате порванного или оторванного фильтрующего материала вокруг основных проколов скоб). Ремни и клапаны также должны быть проверены. Поврежденный респиратор должен быть утилизирован и немедленно заменен. Хирургические маски не являются респираторами, не были сертифицированы в качестве таковых, и не обеспечивают надежной защиты персонала, выполняющего диагностические тесты для выявления ТБ, при которых могут образовываться аэрозоли. Они не предназначены для защиты оператора от вдыхания малых инфекционных аэрозолей, и поэтому не должны использоваться.

7 .2.1 Надевание респиратора Персонал, пользующийся респираторами, должен пройти обучение. Они должны знать, как правильно одевать респиратор: • возьмите респиратор в ладонь таким образом, чтобы его носовая часть лежала на кончиках пальцев, а резинки свободно свисали; • приложите респиратор нижней частью к подбородку, носовой частью вверх; натяните верхнюю резинку через голову на затылок; натяните нижнюю резинку через голову на шею так, чтобы резинка проходила под ушами; • приложите кончики пальцев обеих рук к верхней части металлической носовой пластинки; пользуясь обеими руками, придайте носовой части респиратора форму носа, обжимая металлическую пластинку кончиками пальцев и одновременно продвигая их вниз по обеим сторонам пластинки; обжимание носовой части только одной рукой может ослабить прилегание и снизить эффективность применения респиратора; каждый раз пользуйтесь обеими руками.

7 .2.2 Снятие респиратора • Следует снять перчатки и тщательно вымыть руки перед тем, как снимать респиратор. Следует касаться только

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

ремней и не трогать лицевую часть респиратора.

7.3 Перчатки Перчатки следует надевать во время всех процедур, которые предполагают непосредственный контакт или могут включать случайный контакт с мокротой, кровью, биологическими жидкостями и другими потенциально инфицированными материалами. После использования перчатки должны быть удалены с соблюдением правил асептики, и следует вымыть руки. Контаминированные перчатки (и немытые руки) может быть источником инфекции для других сотрудников, если они используются для обработки или эксплуатации оборудования в лабораторных условиях (например, центрифуги или телефон). Регулярное мытье рук является важнейшим условием предотвращения многих видов лабораторной инфекции, включая заболевания, вызываемые переносимыми с кровью патогенами. Могут использоваться одноразовые латексные, безлатексные виниловые (бесцветные) или нитриловые перчатки. Для всего персонала должны быть в наличии перчатки нужного размера (маленький, средний или большой). Перчатки должны быть плотно и удобно прилегающими и закрывать запястья.

Не следует никогда использовать повторно одноразовые перчатки. Использованные одноразовые перчатки следует удалять вместе с инфекционными лабораторными отходами. Всегда должен быть достаточный запас перчаток. Перчатки не следует носить за пределами лаборатории. Перчатки следует снимать и тщательно мыть руки с водой и мылом после работы с инфекционными материалами, после работы в БББ и перед уходом из лаборатории.

7 .3.1 Снятие перчаток Персонал лаборатории следует обучить, как правильно снимать перчатки, выполняя следующие действия: 1. Снять одну перчатку, выворачивая ее навыворот и держа за отворот; вся контаминированная часть останется внутри. 2; Взять перчатку другой рукой, с которой перчатка еще не снята. Взять перчатку с другой руки за отворот с внутренней стороны рукой без перчатки и снять, выворачивая ее навыворот и стараясь не касаться контаминированной поверхности. Стянув перчатку, завернуть ее в другую использованную перчатку, так чтобы получился клубок использованных перчаток с контаминированными поверхностями вовнутрь. 3. Утилизировать перчатки надлежащим и безопасным способом.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Вставка 6. Руководящие принципы по применению перчаток и респираторов в соответствии с уровнем риска ТБ лаборатории Настоящее руководство содержит минимальные требования к использованию данного оборудования в ТБ лабораториях с различными уровнями биобезопасности. Респираторы Респираторы, как правило, не требуются для работы в ТБ лабораториях, однако их использование зависит от оценки рисков, проведенной на местном или национальном уровне. Такая оценка может рекомендовать их использование для лабораторий, где проводятся манипуляции с культурами или выполняется тестирование на лекарственную чувствительность (ТЛЧ) в изолированной лаборатории. Эти средства не следует считать заменой работы внутри бокса биологической безопасности (БББ). Перчатки Перчатки следует надевать при обращении с потенциально инфекционными образцами или при манипуляциях с культурами, содержащими микобактерии туберкулеза. Средства индивидуальной защиты Респираторы Хирургические маски Перчатки ТБ лаборатория с низким уровнем риска Не требуются ТБ лаборатория с умеренным уровнем риска Не требуются ТБ лаборатория с высоким уровнем риска (изолированная лаборатория) Могут требоваться после оценки риска

Не предназначены для защиты персонала от вдыхания инфекционных аэрозолей, и следовательно, не должны использоваться для защиты органов дыхания Требуются Требуются Требуются

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

8. Планы обеспечения готовности к чрезвычайным ситуациям и принятия ответных мер В каждом учреждении, которое работает с изолятами M. tuberculosis или хранит такие микроорганизмы, необходимо иметь документ, содержащий план действий на случай происшествий или несчастных случаев в лаборатории. ответственного за безопасность, местный орган здравоохранения, клиницистов, микробиологов, ветеринаров, эпидемиологов, а также пожарные и полицейские службы 5. перечни лечебных учреждений и изоляторов, в которые могу быть помещены пострадавшие или инфицированные люди 6. транспортировку пострадавших инфицированных людей или

8.1 План обеспечения готовности к чрезвычайным ситуациям Такой план должен предусматривать следующие оперативные процедуры: • меры на случай стихийных бедствий, например, пожара, наводнения, землетрясения и взрыва • оценку риска, связанную с любой новой или пересмотренной процедурой • преодоление деконтаминацию последствий и

7. предоставление аварийных средств, например, защитной одежды, дезинфицирующих средств, комплектов для удаления пролившихся химических и биологических материалов, оборудования и вспомогательных материалов для деконтаминации.

• срочную эвакуацию людей из помещений • оказание неотложной медицинской помощи пострадавшим и получившим травмы • медицинское пострадавшими наблюдение за

8.2 Порядок действий при чрезвычайных ситуациях для ТБ лабораторий 8.2.1 Разлитие инфекционных веществ (вне бокса биологической безопасности) Разлитие инфекционных веществ за пределами БББ считается серьезным происшествием. При разлитии инфекционных веществ могут образовываться инфекционные аэрозоли. Все лица должны немедленно покинуть пораженную зону лаборатории. Следует сразу же проинформировать руководителя лаборатории о происшествии, никто не должен входить в помещение в течение не менее одного часа, чтобы обеспечить удаление аэрозолей через вентиляционную систему лаборатории и осаждение более тяжелых частиц. Следует установить знаки, запрещающие вход в лабораторию во время процедуры очистки. НЕОБХОДИМО надеть соответствующую защитную одежду и средства защиты органов дыхания.

• клиническое ведение пострадавших • эпидемиологическое расследование • продолжение работы после происшествия. При разработке такого плана следует рассмотреть возможность включения следующих действий: 1. определение зон высокого риска, например, лабораторий и мест хранения 2. определение персонала подвергающегося риску и населения,

3. определение процедур, соответствующих уровню риска 4. определение ответственных лиц и их обязанностей, например, специалиста по биобезопасности, персонала,

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Следует соблюдать следующую ликвидации разлитий.

процедуру

1. Надеть перчатки, защитный лабораторный халат и респиратор. 2. Повторно войти в пораженную зону. 3; Накрыть разлитие тканевыми или бумажными полотенцами для впитывания. 4. Налить соответствующее дезинфицирующее средство через бумажные полотенца и вблизи пораженного участка (как правило, подходящим является 5% раствор гипохлорита натрия). 5. Применять дезинфицирующее средство следует от краев места разлития в направлении центра. 6. Оставить дезинфицирующее средство на определенное время, чтобы оно подействовало, прежде чем удалять материалы и полотенца. Стеклянные осколки или другие острые предметы следует собрать на совок или кусок твердого картона, который затем помесить в стойкий к прокалыванию контейнер для утилизации. 7. Поместить все другие контаминированные материалы в герметичный мешок для надлежащей утилизации. 8. Вымыть и разлития. продезинфицировать зону

2. Если стены бокса оказались забрызганы, их следует протереть абсорбирующем бумажным полотенцем, обильно смоченным в дезинфицирующем растворе. 3. Оставить пораженную область, политую дезинфицирующим раствором, на период от 30 минут до 1 часа. 4. Осторожно собрать контаминированные острые предметы и поместить их в устойчивый к прокалыванию контейнер для утилизации. 5. Все оборудование или материалы многоразового использования (например, центрифужные стаканы), на которые попали брызги, следует очистить тем же дезинфицирующим раствором. 6. Следует тщательно проверить электрическое оборудование перед использованием; следует проверить целостность автоматических выключателей и прерывателей тока при электрическом замыкании на землю. 7. Поместить все другие контаминированные материалы в герметичный мешок для надлежащей утилизации.

8.2.3 Повреждение пробирок внутри герметичных стаканов (с предохранительными крышками) Следует всегда использовать герметичные центрифужные стаканы, загружая и разгружая их в БББ. Если повреждение произошло во время работы центрифуги, разбитые пробирки следует поместить в устойчивый к прокалыванию контейнер и сразу же утилизировать. Для деконтаминации центрифужных стаканов их следует обработать соответствующим дезинфицирующим средством. Не следует использовать гипохлорит натрия для дезинфекции металлических деталей, потому что он может вызвать коррозию. Для деконтаминации стаканов можно использовать также автоклавирование.

Все, кто оказался в зоне разлития, должны обратиться за медицинской помощью; происшествие следует зарегистрировать.

8.2.2 Разлитие инфекционных веществ (внутри бокса биологической безопасности) Если разлитие инфекционного вещества произошло внутри БББ, следует незамедлительно начать процедуру очистки, при этом БББ должен продолжать функционировать. 1. Накрыть зону разлития абсорбирующей тканью и обильно полить дезинфицирующим раствором.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

8.3 Комплект для очистки после разлитий Руководитель лаборатории несет ответственность за наличие комплектов для устранения последствий разлитий. Следует подготовить два таких комплекта: один должен находиться за пределами изолированной лаборатории, а второй внутри лаборатории. Комплекты должны включать следующее. Комплект разлитий: для устранения последствий

• Лабораторные халаты (4-6 одноразовых халатов) • Совок и щетка (для утилизации, при необходимости) • Таблетки хлорамина (10 таблеток) • Бумажные полотенца • Мыло • Контейнер для острых предметов • Биологически безопасные мешки • Очки (2 пары) a

• Раствор хлорида натрия, хранящийся в непрозрачной бутылиa (или другой подходящий дезинфицирующий раствор) • Респираторы (1 коробка) • Перчатки (1 коробка)

Раствор хлорида натрия имеет ограниченный срок годности. При крупных разлитиях дезинфицирующий раствор лучше подготавливать во время очистки.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

9. Библиография 1. 2. WHO handbook for guideline development. Geneva: World Health Organization, 2012. Практическое руководство по биологической безопасности в лабораторных условиях, 3-е издание. Женева: Всемирная организация здравоохранения, 2004 г. (WHO/CDS/CSR/ LYO/2004.11). (Имеется также на веб-сайте: http://www.who.int/csr/resources/publications/ biosafety/en/Biosafety7.pdf.) Стандарт по управлению лабораторными биорисками: соглашение рабочей группы. Брюссель, Европейский комитет по стандартизации, 2008 г. (CWA 15793:2008). (Имеется также на вебсайте: ftp://ftp.cenorm.be/public/CWAs/wokrshop31/CWA15793.pdf.) Styblo K. Epidemiology of tuberculosis. The Hague, Royal Netherlands Tuberculosis Association, 1991. Olsen AM et al. Infectiousness of tuberculosis. American Review of Respiratory Disease, 1967, 96:836– 870. Qian Y et al. Performance of N95 respirators: reaerosolization of bacteria and solid particles. AIHA Journal, 1997, 58:876–880. Segal-Maurer S, Kalkut GE. Environmental control of tuberculosis: continuing controversy. Clinical Infectious Diseases, 1994, 19:299–308. Miller JM et al. Guidelines for safe work practices in human and animal medical diagnostic laboratories: recommendations of a CDC-convened, biosafety blue ribbon panel. MMWR Surveillance Summaries, 2012, 61(Suppl.):1-102. Rieder L et al. Priorities for tuberculosis bacteriology services in low-income countries, 2nd ed. Paris, International Union Against Tuberculosis and Lung Disease. 2007. Kim SJ et al. Risk of occupational tuberculosis in national tuberculosis programme laboratories in Korea. International Journal of Tuberculosis and Lung Diseases, 2007, 11:138–142. Лабораторная служба в программах борьбы с туберкулезом. Часть II: бактериоскопия. Женева, Всемирная организация здравоохранения, 2008 г. (WHO/TB/98.258). Atlanta, GA, Centers for Disease Control and Prevention, 2006 (http://wwwn.cdc.gov/dls/ila/acidfasttraining, по состоянию на 12 октября 2012 г.).

4. 5. 6. 7. 8.

9. 10. 11.

12. Acid-fast direct smear microscopy training package. 13.

Five steps to risk assessment. London, Health and Safety Executive, 2011. (Also available from http:// www.hse.gov.uk/risk/expert.htm.)

14. Collins HC. Laboratory-acquired infections, 2nd ed. London, Butterworth, 1988. 15. Rieder HL et al. The public health service national tuberculosis reference laboratory and the national laboratory network: minimum requirements, role and operation in a low-income country. Paris, International Union Against Tuberculosis and Lung Disease, 1998. addendum to WHO guidelines for the prevention of tuberculosis in health care facilities in resource-limited settings. Geneva, World Health Organization, 1999 (Имеется также на веб-сайте: http://whqlibdoc.who.int/ hq/1999/WHO_TB_99.269_ADD_eng.pdf.)

16. Tuberculosis infection-control in the era of expanding HIV care and treatment:

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

17 .

Ventilated workstation manual for AFB smear microscopy: manufacturing, validation and user guide. Silver Spring, MD, Association of Public Health Laboratories, 2011 (http://www.aphl.org/aphlprograms/ global/Documents/GH_2011July_VentilatedWorkstationGuidance.pdf, accessed 12 October 2012). Standards Australia International. AS/NZS2252.1:1994, Biological safety cabinets – biological safety cabinets (Class I) for personal and environment protection. Sydney, Standards Australia International, 1994. Standards Australia International. AS/NZS 2252.2:1994, Biological safety cabinets – laminar flow biological safety cabinets (Class II) for personnel, environment and product protection, Sydney, Standards Australia International, 1994.

18.

19.

20. NSF/ANSI 49 – 2008. Biosafety cabinetry: design, construction, performance, and field certification. Ann Arbor, MI, NSF International, 2008.(Also available from http://standards.nsf.org/apps/group_ public/download.php/3604/NSF_49-08e-rep-watermarked.pdf.)

21.

BS EN 12469:2000. Biotechnology: Performance criteria for microbiological safety cabinets. London, British Standards Institution,2000.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Приложение 1: Участники совещания Группа экспертов Jenny Allen Medical Research Council 491 Ridge Road, Durban 4000 South Africa Heather Alexander Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Daniela Cirillo Emerging Bacterial Pathogens Unit San Raffaele del Monte Tabor Foundation (HSR) Via Olgettina 60 20132- Milan Italy Philippe Dubois Cellule d’Intervention Biologique d’Urgence Institut Pasteur 25 rue du Docteur Roux 75015 Paris France Jean Joly Centre de Santé et de Services Sociaux de la Haute-Yamaska 250 boulevard Leclerc Oeust Granby, QC J2G 1T7 Canada Scott Kreitlein CUH2A 120 Peachtree Street, NE Atlanta, GA 30303 United States of America Knut Feldmann Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Christopher Gilpin International Organization for Migration Route de Morillons Geneva 1211 Switzerland Sang Jae Kim International Union Against Tuberculosis and Lung Disease (IUATLD) 101-703 Unjeongmaul, 621 Mabukri Guseongup, Yonginsi 449-560- Kyeonggido Republic of Korea Moses Joloba National TB Reference Laboratory Ministry of Health 16041, Plot 2 Lourdel Road 7062 - Wandegeya Uganda Paul Jensen Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Shana Nesby Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America CN Paramasivan Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland John Ridderhof Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Сотрудники штаб-квартиры ВОЗ May Chu, International Health Regulations Sébastien Cognat, International Health Regulations Nicoletta Previsani, International Health Regulations Jean Iragena, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Veronique Vincent, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Karin Weyer, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Специальная программа ВОЗ по научным исследованиям и подготовке специалистов в области тропических болезней (СПТБ) Andy Ramsay

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Приложение 2: Декларации интересов Интересы не заявлены John Ridderhof Thomas M Shinnick Knut Feldmann CN Paramasivan Daniela Cirillo Sang Jae Kim Christopher Gilpin Moses Joloba Shanna Nesby Jenny Allen Philippe Dubois Заявлены, незначительные (статус наблюдателя) Jean Joly: Консультант Специальной программы ВОЗ по научным исследованиям и подготовке специалистов в области тропических болезней (СПТБ) по проблеме сифилиса в 2007 году. Paul Jensen: Сотрудник Центров по контролю и профилактике заболеваний Соединенных Штатов Америки (CDC) с 1987 года. Обеспечение биобезопасности является одной из его основных функций в CDC, и у него имеются публикации по данному вопросу. Он никогда не получал финансовой или материальной поддержки от коммерческих структур, занимающихся вопросами биобезопасности. Заявлены, наблюдателя) значительные (статус

Peter van’t Erve: Сотрудник компании Particle Measurement and Validation с 1989 года. Компания занимается проверкой работоспособности оборудования для чистых помещений, лабораторий, боксов биобезопасности и ламинарных боксов с биозащитой. Scott Kreitlein: С 2001 года является сотрудником CUH2A, архитектурно-строительной компании, специализирующейся на проектировании лабораторий. Г-н Kreitlein заявил о своем участии в разработке рекомендации по биобезопасности.

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Приложение 3: Группа по проведению коллегиальной экспертной оценки Heather Alexander Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Pawan Angra Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Daniela Cirillo Emerging Bacterial Pathogens Unit San Raffaele del Monte Tabor Foundation (HSR), Via Olgettina 60 20132- Milan Italy Gerrit Coetzee National Tuberculosis Reference Laboratory National Health Laboratory Service P.O. Box 1038 Cnr Hospital De Karte Street Braamfontein 2000 Johannesburg South Africa Edward Desmond Mycobacteriology and Mycology Section Microbial Diseases Laboratory California Dept. of Public Health 850 Marina Bay Parkway Richmond, CA 94804 United States of America Sara Irène Eyangoh Chargé de recherche Chef de service de Mycobactériologie LNR du PNLT Centre Pasteur du Cameroun BP 1274 Yaoundé Cameroon Knut Feldmann Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Rumina Hasan Department of Pathology and Microbiology Aga Khan University Stadium Road P.O. Box 3500 Karachi, 748000 Pakistan Moses Joloba National TB Reference Laboratory Ministry of Health 16041, Plot 2 Lourdel Road 7062 - Wandegeya Uganda Satoshi Mitarai Research Institute of Tuberculosis 3-1-24 Matsuyama Kiyose-Shi 204-8533 Tokyo Japan Rick O’Brien Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Daniel Orozco Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland CN Paramasivan Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Leen Rigouts Institute of T ropical Medicine Nationalestraat 155 B-2000 Antwerp Belgium

РУКОВОДСТВО ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ БЕЗОПАСНОСТИ ЛАБОРАТОРНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Thomas M Shinnick Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Akos Somoskovi Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Maria Alice da Silva Telles TB National Reference Laboratory Centro de Referência Prof. Hélio Fraga Estrada de Curicica no. 2000 Jacarepaguà RJ 22780-192 Rio de Janeiro Brazil Elsie Van Schalkwyk African Centre for Integrated Laboratory T raining (ACILT) National Health Laboratory Service

National Institute for Communicable Diseases 1 Modderfontein Rd Private Bag X8 Sandringham 2131 Johannesburg South Africa Сотрудники штаб-квартиры ВОЗ Nicoletta Previsani, International Health Regulations Magdi Samaan, International Health Regulations Jean Iragena, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Fuad Mirzayev, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Wayne van Gemert, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Christopher Gilpin, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening

Global TB Programme World Health Organization 20 Avenue Appia, 1211-Geneva-27, Switzerland Information Resource Centre HTM/GTB: Email: tbdocs@who.int Website: www.who.int/tb

ISBN 978 92 4 450463 5

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Frutiger 67 bold condensed ressere a 91%

Organização

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Frutiger 67 bold condensed ressere a 91%

Organização Mundial da Saúde

Catalogação-na-fonte: Biblioteca da OMS: Manual de biossegurança para laboratórios da tuberculose. 1.Laboratórios – normas. 2.Infecção laboratorial – prevenção e controle. 3.Tuberculose – diagnóstico. 4.Contenção de riscos biológicos. 5.Manuais de laboratório. 6.Guia. I.Organização Mundial da Saúde. ISBN 978 92 4 850463 1 (NLM classification: WF 220)

Todos os direitos reservados. As publicações da Organização Mundial da Saúde estão disponíveis no sitio web da OMS (www.who.int) ou podem ser compradas a Publicações da OMS, Organização Mundial da Saúde, 20 Avenue Appia, 1211 Genebra 27, Suíça (Tel: +41 22 791 3264; fax: +41 22 791 4857; e-mail: bookorder@who.int). Os pedidos de autorização para reproduzir ou traduzir as publicações da OMS – seja para venda ou para distribuição sem fins comerciais - devem ser endereçados a Publicações da OMS através do sitio web da OMS (http://www.who.int/about/ licensing/copyright_form/en/index.html). As denominações utilizadas nesta publicação e a apresentação do material nela contido não significam, por parte da Organização Mundial da Saúde, nenhum julgamento sobre o estatuto jurídico ou as autoridades de qualquer país, território, cidade ou zona, nem tampouco sobre a demarcação das suas fronteiras ou limites. As linhas ponteadas nos mapas representam de modo aproximativo fronteiras sobre as quais pode não existir ainda acordo total. A menção de determinadas companhias ou do nome comercial de certos produtos não implica que a Organização Mundial da Saúde os aprove ou recomende, dando-lhes preferência a outros análogos não mencionados. Salvo erros ou omissões, uma letra maiúscula inicial indica que se trata dum produto de marca registado. A OMS tomou todas as precauções razoáveis para verificar a informação contida nesta publicação. No entanto, o material publicado é distribuído sem nenhum tipo de garantia, nem expressa nem implícita. A responsabilidade pela interpretação e utilização deste material recai sobre o leitor. Em nenhum caso se poderá responsabilizar a OMS por qualquer prejuízo resultante da sua utilização.

ÍNDICE Resumo v Participantes no processo de desenvolvimento das orientações vi siglas vii

Introdução 1 1. Avaliação dOS Riscos e classificação de laboratórios de TB 6 2. 3. 4. 1.1 Em que consiste a avaliação dos riscos para laboratórios de de perigos dos riscos dos riscos e medidas de controlo

TB?

6 7 7 11 12 12

1.2 Identificação 1.3 Determinação

1.4 Monitorização 1.5 Programa

de saúde ocupacional dos funcionários dos laboratórios de

1.6 Classificação

Medidas essenciais de biossegurança EM laboratórios de TB 14 2.1 Código de práticas

14 18 18 19

2.2 Equipamentos 2.3 Projecto e instalações

2.4 Formação 2.5 Tratamento de resíduos de descarte de materiais contaminados

19 21

2.6 Procedimentos

Laboratórios de baixo risco de TB 23 3.1 Factores que aumentam o risco de infecção específicas e medidas essenciais mínimas de biossegurança

23 23

3.2 Características

Laboratórios de médio risco de TB 27 4.1 Factores que aumentam o risco de infecção específicas e medidas essenciais mínimas de biossegurança

27 27

4.2 Características

5. Laboratórios de alto risco de TB (laboratório de contenção dA TB) 31 6. 7. 8. 5.1 Factores que aumentam o risco de infecção específicas e medidas de biossegurança necessárias

31 31

5.2 Características

Equipamentos de segurança 33 6.1 Câmaras de segurança biológica com copos de segurança

33 39 40

6.2 Centrifugadoras 6.3 Autoclaves

vestuário e equipamentos de protecção pessoal 43 7.1 Batas de protecção respiratórios

43 44 45

7.2 Protectores 7.3 Luvas

Planos de preparação e Resposta A Emergências 47 8.1 Plano de preparação para emergências de emergência para laboratórios de

47 TB 47 48

8.2 Medidas 8.3 Kit

para limpeza de derrames

9. Referências 50 10. AnexoS 52 Anexo 1: Participantes Anexo 2: Declarações Anexo 3: Painel no encontro de interesse

52 54 55

de revisão por pares

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Resumo A partir de uma consulta técnica entre a Organização Mundial da Saúde (OMS) e os Centros de Prevenção e Controlo das Doenças dos Estados Unidos (CDC), ocorrida em Setembro de 2008, em Atlanta, GA, sobre estratégias, abordagens e parcerias para melhorar a biossegurança laboratorial em todo o mundo, foi convocado um encontro de peritos na sede da OMS em Genebra, na Suíça, em Abril de 2009, para elaborar orientações sobre biossegurança relacionadas com os procedimentos laboratoriais para diagnóstico da tuberculose (TB). Os membros do Grupo de Peritos apresentaram Declarações de Interesse, que foram analisadas pelo departamento jurídico da OMS, antes da reunião. O objectivo desse encontro foi o de obter consenso sobre os princípios básicos de práticas laboratoriais e o modelo necessário para definir critérios mínimos de biossegurança, durante a realização de baciloscopias, culturas, testes de sensibilidade aos medicamentos (TS) e testes moleculares de TB, em diferentes países e cenários epidemiológicos. Este manual foi elaborado pelo Grupo de Peritos. As recomendações baseiam-se em avaliações de risco associadas a diferentes procedimentos técnicos, realizados em diferentes tipos de laboratórios de TB; o manual descreve os requisitos mínimos para instalações e procedimentos, que podem ser adaptados de acordo com regulamentos locais ou nacionais ou como resultado de uma avaliação dos riscos. A avaliação dos riscos requer uma análise cuidadosa: por um lado, subestimar os riscos poderá expor o pessoal de laboratório a riscos biológicos, mas por outro lado, medidas de segurança mais rigorosas do que as realmente necessárias podem resultar numa sobrecarga desnecessária para o pessoal de laboratório, assim como em custos mais altos para criar e manter a infraestrutura laboratorial. A avaliação de riscos deve considerar a carga bacteriana dos materiais (como amostras e culturas), a viabilidade dos bacilos, a possibilidade de o material manipulado ser propenso a gerar aerossóis durante a actividade que está a ser avaliada, o volume de trabalho do laboratório, a epidemiologia da doença e as condições de saúde do pessoal de laboratório; as avaliações devem também considerar outros factores que possam influenciar a probabilidade ou a consequência da exposição à TB. O público visado por estas recomendações são os directores e gestores de laboratórios e de programas de TB, assim como técnicos de laboratório que realizem exames de TB, especialmente em locais de alta prevalência e de poucos recursos. Neste documento, o laboratório ou a secção de laboratório responsável por realizar os exames de TB, são denominados laboratório de TB. As recomendações são específicas para laboratórios que seguem procedimentos bem definidos para testar amostras que potencialmente contenham Mycobacterium tuberculosis. Para qualquer outra combinação de agentes patogénicos e procedimentos, um processo semelhante ao usado aqui poderia ser utilizado para definir cuidados de biossegurança. Este manual foi aprovado pela Comissão de Revisão das Orientações da OMS1, em Maio de 2012, sendo fornecidas explicações ao longo de todo o manual, quando ele difere do Manual de Segurança Biológica em Laboratório da OMS, 3ª edição2. Este manual pretende informar e não substituir os requisitos nacionais e padrões de biossegurança. As recomendações não substituem quaisquer regras ou regulamentações locais ou nacionais. Próxima revisão: 2017

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Participantes no processo de desenvolvimento das orientações As seguintes pessoas contribuíram para redigir este manual: Christopher Gilpin (Líder), Jean Iragena, Fuad Mirzayev, Wayne van Gemert, Karin Weyer As seguintes pessoas participaram na Consulta Técnica Internacional Conjunta sobre Biossegurança Laboratorial CDC/OMS, 2 - 4 de Setembro de 2008, Atlanta, GA, EUA: May Chu, Daniela Cirillo, Philippe Dubois, Christopher Gilpin, Paul Jensen, Shanna Nesby, Nicoletta Previsani, John Ridderhof, Thomas M Shinnick, Veronique Vincent, Karin Weyer. As seguintes pessoas foram membros do Grupo de Peritos reunido na Sede da OMS, 8 - 9 de Abril de 2009, Genebra, Suiça: Jenny Allen, May Chu, Daniela Cirillo, Sébastien Cognat, Philippe Dubois, Knut Feldmann, Christopher Gilpin, Jean Iragena, Paul Jensen, Moses Joloba, Jean Joly, Sang Jae Kim, Scott Kreitlein, Shanna Nesby, CN Paramasivan, Nicoletta Previsani, John Ridderhof, Thomas M Shinnick, Andrew Ramsay, Peter van’t Erve, Veronique Vincent, Karin Weyer. As seguintes pessoas compuseram o painel técnico de revisão reunido na Sede da OMS, 22-23 de Agosto de 2011, Genebra, Suíça: Heather Alexander, Pawan Angra, Daniela Cirillo, Gerrit Coetzee, Edward Desmond, Maria Alice da Silva Telles, Sara Irène Eyangoh, Knut Feldmann, Christopher Gilpin, Rumina Hasan, Jean Iragena, Moses Joloba, Fuad Mirzayev, Satoshi Mitarai, Richard O’Brien, Daniel Orozco, CN Paramasivan, Nicoletta Previsani, Leen Rigouts, Thomas M Shinnick, Akos Somoskovi, Magdi Samaan, Wayne van Gemert, Elsie Van Schalkwyk. Os autores também gostariam de agradecer as contribuições originais de muitos profissionais que trabalharam na elaboração do Manual de Segurança Biológica em Laboratório da OMS, 3a edição, a partir do qual foram adaptadas partes do actual documento. O desenvolvimento e a publicação deste documento foram possíveis com o apoio financeiro da Agência dos Estados Unidos para o Desenvolvimento Internacional (USAID) e dos Centros de Prevenção e Controlo das Doenças dos Estados Unidos (CDC).

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

vii

Siglas BAAR CSB HEPA TAH TB-MR TB-UR TS Bacilos Álcool-Ácido Resistentes Câmaras de Segurança Biológica Ar particulado de alta eficiência Troca de Ar por Hora Tuberculose Multirresistente aos Medicamentos Tuberculose Ultrarresistente aos Medicamentos Teste de Sensibilidade

Definições de termos

Aerossóis infecciosos Antecâmara

Partículas em suspensão de agentes infecciosos que têm o potencial de ser inalados e causar infecção Uma sala pequena que liga uma área do laboratório a outra área do laboratório (por exemplo, na entrada de um laboratório de contenção). Ar removido de um laboratório e não recirculado. O processo de avaliar os riscos decorrentes de um perigo ou perigos, tendo em conta a adequação das medidas de controlo existentes; o processo também inclui decidir se o risco é aceitável. Boas técnicas microbiológicas incluem técnicas assépticas e outras práticas que não são uniformemente definidas, mas que são necessárias para prevenir contaminação do laboratório com os agentes manipulados e para prevenir contaminação do trabalho com agentes provenientes do ambiente. Um processo que mata todas as classes de microrganismos e esporos. Resíduos ressecados de gotículas com <5 μm de diâmetro. Batas para laboratório, geralmente de mangas compridas e de apertar à frente. Devem ser usadas quando se trabalha em locais de baixo ou médio risco de contágio de tuberculose (TB). Qualquer coisa que tenha o potencial de causar dano, independentemente da probabilidade de tal acontecer.

Ar expelido (extração) Avaliação dos riscos

Boas técnicas microbiológicas

Esterilização Gotículas nucleadas Bata de laboratório

Perigo

viii

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Plano de gestão da biossegurança

O uso de uma combinação de controlos administrativos, princípios de contenção, práticas e procedimentos laboratoriais, equipamentos de segurança, preparação para emergências e instalações laboratoriais que permitam que a equipa do laboratório trabalhe com microrganismos infecciosos de forma segura. Um plenum é um espaço na secção superior de uma câmara de segurança biológica onde uma porção do ar é extraída da câmara e o restante ar canalizado para a área de trabalho. Procedimentos de alto risco que podem elevar o potencial de produção de gotículas nucleadas como resultado da força mecânica gerada pelo procedimento (por exemplo: pipetagem, uso de vórtex, centrifugação ou homogeneização). A combinação da possibilidade e consequências de um evento relacionado com um perigo específico. A transmissão da doença causada por disseminação de gotículas nucleadas que permanecem infecciosas enquanto estão suspensas no ar. O volume de ar expelido da sala do laboratório por hora e substituído por ar limpo. A ventilação leva o ar de fora para dentro de um edifício ou de uma sala de laboratório e distribui o ar dentro do laboratório. Como medida de biossegurança, a ventilação em edifícios tem o objetivo de proporcionar ar puro, ao misturar com ar limpo os eventuais aerossóis produzidos no laboratório e fornecer uma taxa de fluxo de ar que renove o ar a uma determinada frequência. O uso de forças naturais para introduzir e distribuir ar externo para dentro e para fora do laboratório. Um sistema de ventilação mecânico usa um exaustor para extrair o ar do laboratório. Combinação de ventilação mecânica e natural (também chamada de sistema misto de ventilação). Estas batas devem ter manga comprida e punho com elástico (pelo menos 30 cm de largura) e apertar atrás. Diferentes tamanhos devem estar disponíveis para a equipa. Estas batas devem ser usadas quando a equipa trabalha em locais onde existe um alto risco de TB. Quando o técnico estiver de pé, a bata deve estender-se até abaixo da bancada; a bata deve cobrir totalmente o colo da pessoa, quando ela estiver sentada.

Plenum

Procedimentos que geram aerossóis

Risco Transmissão por via aérea

Troca de Ar por Hora Ventilação

Ventilação natural Ventilação mecânica Ventilação híbrida Batas de protecção

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Introdução Biossegurança laboratorial é o processo de se aplicar uma combinação de controlos administrativos, princípios de contenção, práticas e procedimentos, equipamentos de segurança, preparação para emergências e instalações que proporcionem segurança aos profissionais do laboratório que trabalham com microrganismos potencialmente infecciosos; a biossegurança também visa prevenir a exposição ou a libertação acidental de agentes patogénicos. Este manual descreve as medidas mínimas de segurança biológica que devem ser implementadas nos diferentes níveis de laboratórios de diagnóstico da tuberculose(TB), para reduzir o risco de infecção adquirida em laboratório. As recomendações e abordagens deste manual não devem substituir as orientações de biossegurança existentes num país, quando já existem requisitos específicos para laboratórios de TB e para procedimentos. Pelo contrário, este manual deve ser usado por directores, gestores, profissionais de biossegurança e programas, para informar e orientar a implementação dos requisitos mínimos para laboratórios individuais e redes de laboratórios que realizem testes e procedimentos associados ao diagnóstico da TB. A avaliação dos riscos é uma abordagem que incentiva a consideração dos riscos e o desenvolvimento de práticas apropriadas de biossegurança em laboratórios, baseados na combinação exclusiva de procedimentos de testes, competência dos profissionais e instalações presentes em cada laboratório. Enquanto a avaliação dos riscos é realizada de forma muito eficiente em laboratórios individuais, ela pode não ser possível nas dezenas de milhares de laboratórios periféricos, que realizam relativamente poucos procedimentos de risco, em países que têm alta prevalência de TB e recursos limitados para apoio local e supervisão. Este manual fornece, portanto, recomendações pragmáticas para a rede de laboratórios de TB, focalizando procedimentos específicos como microscopia, cultura, testes de sensibilidade aos medicamentos (TS) e testes moleculares. Processo de elaboração Biossegurança do Manual de

O presente manual de biossegurança laboratorial da TB é adaptado do Manual de Segurança Biológica em Laboratório, OMS, Genebra, 2004, 3ª edição2. O conteúdo deste manual é o resultado de uma consultoria técnica entre a Organização Mundial da Saúde (OMS) e os Centros de Prevenção e Controlo das Doenças dos Estados Unidos (CDC), em Setembro de 2008, uma reunião do Grupo de Peritos da OMS em biossegurança, relacionada com procedimentos de diagnóstico em laboratórios da TB (Abril de 2009) e o consenso alcançado por revisores externos independentes (Agosto de 2011). O manual foca a abordagem das necessidades específicas dos programas de TB, facilitando desta forma a implementação eficaz de medidas de biossegurança ajustadas aos sistemas de escalonamento dos laboratórios de TB. Ao mesmo tempo, o presente manual deve ser lido em conjugação com o Manual de Segurança Biológica em Laboratório da OMS, uma vez que os aspectos gerais de biossegurança laboratorial são abordados nesse manual, como o manuseamento de produtos químicos perigosos não específicos dos laboratórios de TB, incêndios e outros perigos, transporte de substâncias infecciosas e formação. Reunião do Grupo de Peritos A OMS convocou uma reunião do Grupo de Peritos em Genebra, na Suíça. Somente os peritos que estiveram presentes na reunião participaram na discussão inicial e nas discussões que se seguiram, onde foram formuladas recomendações. Foram seleccionadas algumas pessoas para integrar o Grupo de Peritos, com o objectivo de representar e ponderar perspectivas importantes no processo de formulação de

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

orientações de biossegurança para laboratórios especificamente ligados à tuberculose. O Grupo de Peritos incluiu especialistas em técnicas, utilizadores finais, fabricantes de câmaras de segurança biológica e profissionais de biossegurança. (Os membros do grupo constam do Anexo 1). Declaração de Interesse Os participantes do Grupo de Peritos preencheram formulários de Declaração de Interesse. As suas respostas podem ser encontradas no Anexo 2. Esses formulários foram revistos pelo departamento jurídico da OMS, antes da reunião, e as declarações foram resumidas pelo coordenador do Grupo de Peritos, no início da reunião. Aos representantes de duas empresas (Peter van’t Erve e Scott Kreitlein) foi concedido o estatuto de observadores, por serem declaradas pessoas em conflito de interesses; por essa razão, não participaram na formulação de nenhuma das recomendações contidas neste manual.

Processo de revisão pelos pares Uma revisão técnica externa deste manual foi realizada na sede da OMS. Sempre que possível, as preocupações dos parceiros foram consideradas e incorporadas no manual. Uma lista com os nomes dos participantes da revisão pelos pares pode ser encontrada no Anexo 3. Fundamentação e processo A fundamentação para o desvio das orientações anteriores é explicada na próxima secção. Além disso, as box de texto com o título “Recomendações do Grupo de Peritos” são usadas para explicar onde e por que razão as recomendações actuais diferem do Manual de Segurança Biológica em Laboratório da OMS. O processo para sintetizar a evidência e desenvolver essas orientações foi revisto e aprovado pela Comissão de Revisão de Orientações da OMS1, em Maio de 2012. A data-alvo para a próxima revisão é 2017.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Como este manual difere do Manual de Segurança Biológica em Laboratório da OMS, 3ª edição Avaliação dos riscos dos procedimentos para as redes de laboratórios da TB O Manual de Segurança Biológica em Laboratório da OMS2 recomenda que se realize a avaliação dos riscos para cada um dos laboratórios, com o intuito de identificar práticas, abordagens e cuidados apropriados. O presente manual difere do anterior ao fornecer recomendações pragmáticas baseadas em procedimentos laboratoriais, usados especificamente no diagnóstico da TB e que são tipicamente realizados por diferentes níveis de serviços da TB. Essas recomendações devem orientar o Laboratório Nacional de Referência da TB, que gere a rede de laboratórios nacionais ou regionais da TB, para um melhor conhecimento dos riscos associados à realização de determinados procedimentos; as recomendações devem também permitir que os laboratórios nacionais de referência implementem práticas adequadas de biossegurança, em instalações apropriadas, garantindo que profissionais com formação adequada realizem uma série-padrão de testes de diagnóstico da TB. Em muitos países de poucos recursos e com alta prevalência, a competência em biossegurança é insuficiente para assegurar que programas nacionais conduzam avaliações de risco individualizadas em todos os laboratórios. Para ajudar esses programas, seguiu-se um processo consultivo, criador de consenso para avaliar os riscos habitualmente encontrados em laboratórios de TB nesses países e desenvolver recomendações mínimas para a realização segura de diagnósticos laboratoriais de TB. Padrões usados para o desenvolvimento das orientações Em 2008, a Comité Europeu de Normalização publicou a norma CWA 157933 para gerir os riscos em laboratório, que realçam alguns factores-chave que precisam de ser considerados para a criação e implementação de um sistema eficaz de gestão dos riscos biológicos. A norma defende o uso de uma abordagem baseada em riscos, mas não usa a classificação de risco do agente biológico ou da segurança laboratorial, nem dos níveis de contenção, como os descritos no Manual de Segurança Biológica em Laboratório da OMS.. Os princípios estabelecidos na CWA 15793 foram usados para desenvolver o presente manual de biossegurança e oferecem orientações acerca dos requisitos mínimos para as instalações de laboratórios de TB que realizem procedimentos de diagnóstico. Uso de classificações de grupo de risco O Manual de Segurança Biológica em Laboratório recomenda aos países que definam uma classificação nacional ou regional de microrganismos, divididos por grupo de risco. A designação de um grupo de risco para um agente patogénico pode variar por geografia ou por estirpe, devido às diferenças das características epidemiológicas do agente patogénico numa comunidade ou ao risco de uma infecção adquirida em laboratório. É importante reconhecer que os indivíduos presentes num laboratório podem diferir na sua sensibilidade de desenvolver TB, caso sejam infectados, e que somente uma pequena parte dos indivíduos infectados desenvolverão a doença activa ao longo da vida4. Os indivíduos com imunidade reduzida, devido a infecção pelo VIH ou gravidez, podem ter maior risco de desenvolver TB e precisam de medidas de precaução adicionais. Consequentemente, e de acordo com a norma CWA 15793, este manual adopta uma abordagem baseada no risco, que não usa a classificação de risco dos agentes biológicos ou

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

da segurança laboratorial, nem dos níveis de contenção, conforme descritos no Manual de Segurança Biológica em Laboratório. Designação do nível de biossegurança O Manual de Segurança Biológica em Laboratório apresenta também um sistema classificativo de quatro níveis de biossegurança. Os níveis de biossegurança baseiam-se numa combinação de características de projecto, construção, instalações de contenção, equipamentos, práticas e procedimentos operacionais exigidos para o trabalho com agentes dos vários grupos de risco. É frequentemente entendido, erroneamente, que um microrganismo atribuído a um grupo de risco (por exemplo, Grupo de Risco 3) exige um laboratório de nível de biossegurança análogo (ou seja, Nível de Biossegurança 3) para a realização segura do trabalho. Na verdade, um nível mais alto ou mais baixo de biossegurança pode ser mais apropriado, conforme o procedimento específico realizado e outros factores (ver Capítulo 1 deste manual). O Manual de Segurança Biológica em Laboratório declara que o nível de biossegurança atribuído ao trabalho específico a ser feito é determinado por um critério profissional, com base na avaliação do risco e não na atribuição automática de um nível de biossegurança laboratorial, de acordo com a atribuição de um determinado grupo de risco a um agente patogénico. A abordagem desenvolvida neste manual baseia-se na orientação do Manual de Segurança Biológica em Laboratório e usa um sistema de avaliação dos riscos. A TB é, predominantemente, uma infecção de veiculação aérea4. Portanto, em vez de atribuir um determinado nível de biossegurança para realizar certos procedimentos, este manual define os requisitos mínimos necessários para minimizar os riscos associados à realização de um determinado procedimento, levando em consideração o risco de gerar aerossóis, as instalações e os equipamentos disponíveis, as práticas e os procedimentos necessários para limitar infecções.

Minimização dos riscos Uso de câmaras de segurança biológica As infecções contraídas em laboratório resultam frequentemente da produção não identificada de aerossóis infecciosos, contendo bacilos da tuberculose. Para os laboratórios que realizam testes diagnósticos de TB, o perigo (ou risco) mais importante é a geração de aerossóis infecciosos, pois a infecção com Mycobacterium tuberculosis ocorre primeiramente pela inalação desses aerossóis, embora possa ocorrer também por inoculação directa ou ingestão. Os aerossóis infecciosos podem ser produzidos durante a manipulação de líquidos contendo bacilos da TB. Depois de depositadas na superfície, as gotículas nucleadas não são aerossolizadas novamente e são consideradas não infecciosas5,6,7. Ou seja, as bactérias M. tuberculosis são geralmente transmitidas somente pelo ar e não pelo contacto de superfície8. Duas importantes considerações ao avaliar o risco de geração de aerossóis são a carga bacilar dos materiais manipulados e a probabilidade da geração de aerossóis infecciosos, a partir desses materiais. Para amostras de expectoração (a amostra mais comum usada na pesquisa da TB), a carga bacilar varia de 0 (este é o caso de mais de 90% das amostras de diagnóstico) a 103 -104/ml, numa amostra de expectoração com baciloscopia classificada como de escassos bacilos, e a 106/ml em expectoração com baciloscopia 3+9. Para uma cultura com crescimento a partir de amostras de expectoração, a carga bacilar poderá exceder 108/ml. Devido à viscosidade da expectoração, a probabilidade de gerar um aerossol infeccioso ao manipular uma amostra é muito mais baixa do que a probabilidade de gerar aerossol infeccioso a partir de uma cultura líquida. Consequentemente, o risco associado à manipulação directa de amostras de expectoração é significativamente menor do que o risco associado ao manuseamento do material de cultura.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Este manual difere do Manual de Segurança Biológica em Laboratório da OMS ao concluir que as câmaras de segurança biológica (CSB) não são obrigatórias para a realização da baciloscopia directa da expectoração. O Grupo de Peritos reconheceu que infecções com a M. tuberculosis constituem riscos comprovados para os profissionais do laboratório, assim como para outros que possam estar expostos a aerossóis infecciosos, gerados por determinados procedimentos. Existe, no entanto, pouca evidência sobre os riscos associados à realização de determinados procedimentos num laboratório de TB. Um estudo retrospectivo realizado na Coreia10 mostrou que o risco relativo de infecção de técnicos com TB, ao realizarem baciloscopia

directa, comparado com a população em geral, era de 1,4 (intervalo de confiança de 95% [IC] 0,2–10,0); o risco era de 21,5 (95% CI 4,5–102,5) para técnicos que realizam testes de sensibilidade aos medicamentos (TS). O Grupo de Peritos concluiu que as CSB não são obrigatórias para a realização do exame directo de expectoração por microscopia. O Grupo de Peritos considerou que, com boas técnicas microbiológicas, as baciloscopias directas da expectoração têm pouco risco de gerar aerossóis infecciosos e, dessa forma, tais procedimentos podem ser realizados em bancada aberta, desde que haja ventilação adequada. Essa recomendação é consistente com orientações anteriores11,12.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

1. Avaliação dos riscos e classificação dos laboratórios de TB 1.1 Em que consiste a avaliação dos riscos em laboratórios de TB? O sistema de classificação de quatro níveis de segurança biológica (1 - 4) descrito no Manual de Segurança Biológica em Laboratório da OMS2 fornece uma orientação abrangente sobre os conceitos básicos de biossegurança para a elaboração de códigos de prática nacionais e internacionais. O desafio para os directores dos programas de TB e para os técnicos de laboratório, especialmente em ambientes de recursos limitados, tem sido traduzir as designações genéricas de grupos de risco e níveis de biossegurança em precauções específicas relevantes para as actividades dos países. Por essa razão, o uso de níveis de biossegurança 1-4, quando se descrevem as necessidades dos laboratórios de TB, tem levado a confusões sobre que precauções são necessárias. Devem ser definidos critérios sobre quais as medidas de biossegurança mais apropriadas para um laboratório específico, usando uma abordagem baseada na avaliação dos riscos que considere os diferentes tipos de procedimentos realizados no laboratório. A avaliação dos riscos requer um julgamento cuidadoso: por um lado, subestimar riscos pode levar a danos de biossegurança mas, por outro lado, medidas mais rigorosas do que as realmente necessárias podem resultar numa sobrecarga desnecessária – tanto em termos financeiros como de recursos humanos - para o pessoal e para a gestão do laboratório. O método para avaliação dos riscos de um laboratório de TB deverá considerar: • a carga bacilar dos materiais (como as amostras de expectoração e culturas) e a viabilidade dos bacilos de TB; • via de transmissão da TB; • se o material manipulado e as manipulações necessárias para cada procedimento são propensos a gerar aerossóis infecciosos; • o número de manobras que possam potencialmente gerar aerossóis em cada técnica; • o volume de trabalho do laboratório e o respectivo pessoal; • a localização do laboratório; • as características epidemiológicas da doença e do grupo de doentes atendido pelo laboratório; • o nível de experiência e competência dos técnicos do laboratório; • a condição física do pessoal do laboratório (especialmente técnicos de VIH positivo). Além disso, é preciso considerar também a capacidade da equipa do laboratório para controlar riscos. Essa capacidade dependerá da competência, da proficiência técnica e das práticas microbiológicas de todos os técnicos do laboratório, da integridade operacional do equipamento de contenção, das protecções das instalações e da disponibilidade e uso adequado dos procedimentos operacionais padrão. O Box 1 apresenta pormenores sobre como proceder a uma avaliação de riscos. As Tabelas 1 e 2 resumem as considerações usadas para avaliar os riscos nos laboratórios de TB, em geral, e os riscos associados à realização de diferentes tipos de procedimentos. Essas considerações foram usadas pelo Grupo de Peritos para determinar os requisitos mínimos de biossegurança, necessários à realização de diferentes procedimentos nos laboratórios de TB. O director do laboratório é responsável por assegurar que as precauções mínimas de biossegurança sejam implementadas, de acordo com o estipulado neste manual, e também por disponibilizar os procedimentos operacionais padrão, os equipamentos e instalações adequadas, para dar suporte ao trabalho em

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

questão. As precauções de biossegurança do laboratório devem ser revistas periodicamente e actualizadas quando necessário e sempre que se introduzir um novo procedimento ou técnica. Para assegurar a realização do trabalho nas melhores condições de segurança possíveis, os resultados da avaliação dos riscos devem determinar quais os equipamentos laboratoriais mais apropriados, assim como os equipamentos de protecção pessoal e as características do projecto das instalações laboratoriais que deverão ser incorporados nos procedimentos operacionais padrão para cada procedimento realizado no laboratório.

por uma situação física (como um incêndio ou uma explosão), uma actividade (como pipetar) ou um material (como aerossóis contendo bacilos infecciosos). A menos que os perigos sejam efectivamente identificados, não é possível avaliar com precisão os riscos associados às instalações e suas actividades.

1.3 Determinação dos riscos O risco é a combinação entre a probabilidade de um perigo específico ser encontrado e as consequências de um evento relacionado com esse perigo específico. Os riscos devem ser identificados e categorizados, sendo preciso determinar quais os riscos que devem ser controlados ou minimizados. A análise sobre os riscos de aerossolização descrita no presente manual levou à elaboração dos requisitos mínimos de biossegurança, necessários para realizar diferentes procedimentos em laboratórios de TB.

1.2 Identificação de perigos Um perigo é tudo aquilo que tem o potencial de causar dano, independentemente da probabilidade ou improbabilidade de que tal incidente ocorra. Um perigo pode ser constituído

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Box 1. Como conduzir uma avaliação de riscos processuais num laboratório de tuberculose (TB) A avaliação dos riscos é um processo subjectivo que exige uma análise das características do perigo decorrente dos microrganismos e dos procedimentos, com julgamentos que se baseiam, por vezes, em informação incompleta. Uma avaliação dos riscos é simplesmente um exame cuidadoso daquilo que no trabalho pode causar dano às pessoas; essa avaliação permite ponderar se foram tomadas as precauções suficientes ou se é preciso fazer mais para prevenir o dano13. O pessoal do laboratório e as outras pessoas têm o direito de serem protegidos contra danos causados por falhas na tomada de medidas razoáveis de precaução. Enquanto não houver um modelo-padrão para realizar a avaliação dos riscos, podem seguir-se as seguintes etapas para orientar o processo desta avaliação: 1. Identificar os perigos inerentes: diferentes estirpes de TB representam diferentes níveis de perigo individual e colectivo. As estirpes de TB resistentes a medicamentos, especialmente estirpes multirresistentes (MR)a e ultrarresistentes aos medicamentos (UR)b, são de risco mais elevado, por prejudicarem mais o indivíduo que for infectado, uma vez que os tratamentos podem ser limitados ou menos eficazes. Os laboratórios que trabalham com estirpes que têm maior probabilidade de serem resistentes a medicamentos devido à seleção de pacientes ou à situação epidemiológica predominante, devem considerar a adopção de meios mais eficazes de prevenção do risco. 2. Definir quem pode sofrer danos e como: os principais procedimentos de risco em laboratórios de TB estão relacionados com a produção de aerossóis, que podem ser inalados pelo pessoal do laboratório. Esses aerossóis estão associados a certos procedimentos e têm maior probabilidade de serem gerados, consoante a frequência dos testes ou a carga de trabalho, a consistência do material e sua predisposição para produzir aerossóis (por exemplo, líquidos viscosos versus sólidos secos), a carga bacilar dos materiais e a viabilidade dos bacilos. É importante também reconhecer que, num mesmo laboratório, os indivíduos podem apresentar diferenças na sua sensibilidade à TB. Indivíduos com imunidade reduzida - devido a certos medicamentos, infecção com VIH ou gestação - podem ter um risco maior de contrair infecção por TB. Recomenda-se, nessas circunstâncias, uma consulta com um médico que tenha conhecimento sobre os riscos ocupacionais relacionados com a tuberculose. 3. Avaliar os riscos e definir que precauções tomar. a. Determinar a adequação da estrutura física: a determinação final do nível apropriado de risco de TB e a seleção de medidas de prevenção adicionais necessárias exigem que se tenha um conhecimento abrangente dos procedimentos, equipamentos de segurança e protecção das instalações. Se uma avaliação dos riscos indicar a necessidade de se alterar as protecções especificadas para um determinado nível de risco de TB, um profissional experiente em gestão de riscos biológicos deverá validar esse julgamento de forma independente, e fornecer ao director do laboratório informações e recomendações relevantes, antes de aumentar qualquer protecção secundária na instalação.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

b. Avaliar a qualificação profissional do pessoal para aplicar práticas seguras: a protecção do pessoal e de outras pessoas ligadas ao laboratório depende, em última análise, dos próprios funcionários do laboratório. Ao realizar uma avaliação dos riscos, o director do laboratório deve garantir que todos os profissionais tenham adquirido formação técnica no uso das boas práticas microbiológicas e no uso dos equipamentos necessários a uma manipulação segura de materiais potencialmente infecciosos e que tenham desenvolvido hábitos que garantam a excelência durante a realização desses procedimentos. Uma importante garantia de que um técnico de laboratório será capaz de trabalhar de forma segura é a sua competência, a sua experiência na manipulação de agentes infecciosos, o seu conhecimento sobre o uso das técnicas de assepsia e das câmaras de segurança biológica, a sua capacidade para responder a emergências e a sua disponibilidade para aceitar a responsabilidade de se proteger a si próprio e aos outros. c. Avaliar a integridade do equipamento de segurança: o director do laboratório deve também assegurar-se de que o equipamento de segurança está disponível, de que foi certificado por um profissional qualificado para ser utilizado de forma adequada e que a sua integridade é frequentemente verificada. Por exemplo, uma CSB não certificada representa um sério risco potencial para os técnicos que estiverem a usá-la, assim como para outras pessoas do laboratório. Adicionalmente, os técnicos de laboratório devem ser formados para realizar simples verificações diárias, de forma a assegurar que o equipamento do laboratório está a funcionar de forma adequada. Por exemplo, verificar se as tampas de segurança das centrifugadoras não têm fissuras e se os anéis de borracha estão intactos e no lugar certo. Verificações diárias simples podem ser realizadas nas CSB, para garantir que o fluxo de ar está na direcção correcta em cada câmara. 4. Registar os resultados da avaliação e implementá-los: os resultados da avaliação dos riscos e as precauções que devem ser tomadas devem ser documentadas como parte de todos os procedimentos operacionais padrão. O resultado da avaliação dos riscos mostrará que foi feita uma verificação adequada e que foram identificadas as pessoas que estavam expostas ao risco por realizarem determinados procedimentos. Apesar de perigos como a geração de aerossóis não poderem ser completamente eliminados nos laboratórios de TB, devem ser implementadas precauções razoáveis que apenas permitam um pequeno risco residual. 5. Rever a avaliação e actualizá-la, se necessário: os procedimentos e práticas de risco potencial devem ser revistos periodicamente e devem constituir um protocolo-padrão, com o intuito de promover e assegurar práticas laboratoriais seguras. As precauções de biossegurança já utilizadas devem ser revistas, pelo menos anualmente, e devem ser actualizadas, quando necessário, após uma avaliação dos riscos, e sempre após a introdução de novos procedimentos ou técnicas. a

TB-MR: Refere-se à TB causada por estirpes de Mycobacterium tuberculosis que são resistentes, pelo menos, à isoniazida e à rifampicina.

TB-UR: Refere-se à TB-MR em que os organismos são também resistentes a uma fluoroquinolona e a, pelo menos, um agente de segunda linha injectável (amicacina, kanamicina ou capreomicina).

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Tabela 1. Factores a considerar quando se efectua uma avaliação do risco processual, para determinar as precauções necessárias nos laboratórios que recebem amostras para testes de TB Factores relevantes em todos os laboratórios Considerações de TB Patogenicidade A TB não tratada tem uma taxa de mortalidade de 30–50%; cerca de 30% das pessoas com exposição prolongada a um caso infeccioso de TB contraem a infecção; 5–10% das pessoas infectadas desenvolvem TB Inalação de gotículas nucleadas infecciosas

Via de transmissão primária

Vias de transmissão secundária (invulgar em Ingestão, inoculação directa laboratório) Estabilidade Dose infecciosa Bacilo da tuberculose pode permanecer viável no ambiente por longos períodos de tempo Estimada em 10 bacilos por inalação em humanosa; em estudos com animais, as doses infecciosas vão de 1 organismo a 1000 organismos, conforme a sensibilidade das espécies

Susceptibilidade das pessoas 5–10% das pessoas imunocompetentes infectadas imunocompetentes ao desenvolvimento de TB desenvolvem TB durante toda a vida Susceptibilidade das pessoas imunocomprometidas ao desenvolvimento de TB 5–10% das pessoas imuno-comprometidas infectadas desenvolvem TB por ano

Risco de TB adquirida na comunidade, em Alto regiões de alta incidência Vacina eficaz Não, nenhuma disponível

Tratamento eficaz para estirpes susceptíveis a Sim diferentes medicamentos Tratamento eficaz para estirpes MR Tratamento eficaz para estirpes UR Sim, mas mais difícil de tratar do que estirpes susceptíveis Poucas opções de tratamento

MR, multirresistente aos medicamentos; UR, ultrarresistente aos medicamentos. Número extrapolado de estudos com animais.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Tabela 2. Factores a considerar numa avaliação de risco, para determinar as precauções necessárias à realização de procedimentos específicos em diferentes níveis de laboratórios de tuberculose (TB) Factores que variam de acordo com o procedimento ou tipo de laboratório Baciloscopia Procedimento Processar amostras para cultura 7.8 (1.7–34.9) Manipular culturas TS 22 (4.5–102.5)

Risco relativo (95% IC) de TB adquirida em laboratório pelo pessoal do laboratório, em comparação com pessoal de fora do laboratório10 Carga de bacilos de TB nos materiais manipulados Viabilidade do bacilo da TB

1.4 (0.2–10.0)

Variável Incerto, mas presumivelmente alto Baixa

Variável Processamento pode matar 90% dos bacilos de TB Moderada

Uniformemente alto: >108/ml Alto

Probabilidade das manipulações necessárias a cada procedimento gerarem aerossóis infecciosos 9,10

Alta

IC, intervalo de confiança; TS, teste de sensibilidade aos medicamentos.

Com base na sua avaliação dos riscos processuais normalmente encontrados em laboratórios de TB, em regiões de poucos recursos e de elevada prevalência, o Grupo de Peritos elaborou requisitos mínimos necessários para a realização segura dos diferentes procedimentos usados para diagnosticar a TB. Sempre que possível, cada laboratório deve realizar sua própria avaliação dos riscos, para determinar as medidas adicionais a serem postas em prática para proporcionar protecção adequada aos técnicos do laboratório. As recomendações descritas neste documento têm como finalidade orientar as políticas nacionais e não revogar ou substituir quaisquer regras ou regulamentos nacionais. Os requisitos mínimos necessários para reduzir os riscos em laboratórios de TB estão descritos nos capítulos 3, 4 e 5.

1.4 Monitorização dos medidas de controlo

riscos

O director do laboratório deve efectuar auditorias regularmente, para monitorizar riscos e medidas de controlo. Isto pode ser feito através do estudo dos relatórios sobre as medidas correctivas adoptadas após terem sido identificados problemas, através de uma ampla investigação dos incidentes ou acidentes e adopção de medidas preventivas, garantindo a disponibilidade de recursos financeiros adequados para manter o nível de precauções necessário. A documentação do processo de avaliação dos riscos e a identificação das medidas para a sua redução são passos importantes para garantir que as medidas de biossegurança seleccionadas e implementadas sejam constantemente aperfeiçoadas.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Os eventos abaixo listados deverão suscitar uma nova avaliação dos riscos associados aos procedimentos ou a revisão de uma avaliação de riscos já existente: • início de um trabalho novo, mudanças no programa de trabalho ou alterações no fluxo ou volume de trabalho; • nova construção ou modificações feitas no laboratório, ou a introdução de um equipamento novo; • alteração na organização do pessoal (inclusive o uso de contratados e outros funcionários que não são do grupo, ou a necessidade de receber visitantes); • alterações nos procedimentos operacionais padrão ou práticas de serviço (por exemplo, mudanças nos protocolos de desinfecção ou de tratamento do lixo, fornecimento de equipamento de protecção pessoal e respectivo uso, mudanças nos protocolos de entrada e saída); • ocorrência de um incidente no laboratório (por exemplo, um grande derramamento); • evidência ou suspeita de uma infecção adquirida em laboratório; • estudo de respostas a emergências e de requisitos para planos de contingência; • processo de revisão do sistema de gestão existente (por exemplo, anualmente ou com uma outra frequência apropriada e predeterminada).

1.5 Programa de saúde ocupacional dos funcionários Os programas de saúde ocupacional deverão promover um local de trabalho que seja seguro e saudável. Isso consegue-se através da minimização de quaisquer exposições, da detecção imediata e do tratamento de exposições, bem como através do uso de informações obtidas a partir de incidentes e acidentes no laboratório, que servirão para melhorar os cuidados com a segurança. Um exame médico inicial e o seguimento regular devem ser aplicados a todo o pessoal, antes de começarem a trabalhar no laboratório de TB. O pessoal médico que presta serviços de saúde ocupacional deve ter conhecimento sobre a natureza dos potenciais riscos de saúde em laboratórios de TB e deve ter acesso a especialistas para aconselhamento. O serviço médico deve estar prontamente disponível, de modo a permitir a avaliação e o tratamento imediato e apropriado.

1.6 Classificação dos laboratórios de TB As instalações dos laboratórios de TB podem ser classificadas em três níveis principais de risco, tomando como base as actividades realizadas e riscos associados: • Baixo risco de TB • Risco moderado de TB • Alto risco de TB (tal como um laboratório de contenção de TB)

RECOMENDAÇÃO DO GRUPO DE PERITOS O Grupo de Peritos realça que o Manual de Segurança Biológica em Laboratório da OMS2 recomenda que se use uma câmara de segurança biológica, sempre que sejam manipuladas amostras infecciosas. O Grupo de Peritos considera que, com boas técnicas microbiológicas, a baciloscopia directa da expectoração oferece baixo risco de gerar aerossóis infecciosos e, consequentemente, esse procedimento pode ser realizado em bancada aberta, desde que seja assegurada uma ventilação adequada. Essa recomendação é consistente com as orientações anteriores11,12

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

A probabilidade de haver produção de aerossóis é um factor fundamental a considerar, quando se determina o nível de risco e as necessárias medidas de controlo e minimização dos riscos. Quando realizada de acordo com as boas técnicas microbiológicas, a baciloscopia directa oferece um risco baixo de gerar aerossóis infecciosos e este procedimento pode, portanto, ser realizado numa bancada aberta, desde que haja a garantia de uma ventilação adequada. No guia da OMS sobre serviços de laboratório para o controlo da TB11,12 estão descritas orientações e recomendações sobre práticas seguras a seguir durante a realização de baciloscopia. Os procedimentos que liquefazem as amostras – como os usados durante a digestão e o processamento da amostra para inoculação em meio de cultura, nos testes de sensibilidade directos ou nos ensaios de sondas genéticas por sequenciamento directo – representam um maior risco de produção de aerossóis, quando

comparados com outras técnicas, mesmo seguindo as boas técnicas microbiológicas; portanto, esses procedimentos devem ser realizados numa CSB. A manipulação de culturas para teste de sensibilidade indirecto ou teste de sonda genética envolvem procedimentos que têm uma alta concentração de bacilos, existindo, portanto, um alto risco de produzir aerossóis; tais actividades devem ser realizadas em CSB, num laboratório de contenção da TB. A Tabela 3 apresenta as actividades adequadas, a avaliação de riscos de procedimento e os requisitos mínimos necessários para os diferentes níveis de laboratórios de TB. A colheita de amostras de expectoração dos doentes é potencialmente arriscada e não deve ser realizada dentro do laboratório. Essa colheita deve ser feita numa área específica, bem ventilada, e que seja separada do laboratório. Essa área deve ficar, de preferência, num local ao ar livre.

Tabela 3. Níveis de precaução contra riscos, actividades laboratoriais associadas e avaliação dos riscos em laboratórios de tuberculose (TB) Nível de risco de um laboratório de TB a Baixo risco Actividades laboratoriais Baciloscopia directa; preparação de amostras para uso em um cartucho de teste automatizado de amplificação de ácido nucleico (como o Xpert MTB/RIF) Processamento e concentração de amostras para inoculação em meio de cultura primária; teste de sensibilidade directo (por exemplo: teste de sonda genética em expectoração processada) Manipulação de cultura para identificação; teste de sensibilidade ou testes de sonda genética em isolados de cultura Avaliação dos riscos Baixo risco de geração de aerossóis infecciosos a partir das amostras; baixa concentração de partículas infecciosas Risco moderado de geração de aerossóis infecciosos a partir das amostras; baixa concentração de partículas infecciosas

Risco moderado

Alto risco (laboratório de contenção de TB)

Alto risco de geração de aerossóis infecciosos a partir das amostras; alta concentração de partículas infecciosas

O nível de risco refere-se à probabilidade de alguém no laboratório ser infectado com TB, como resultado dos procedimentos realizados no laboratório.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

2. Medidas essenciais de biossegurança em laboratórios de TB Todos os laboratórios de TB, independentemente dos procedimentos realizados, devem estabelecer um conjunto de medidas essenciais de biossegurança para minimizar os riscos. Essas medidas incluem: 1. 2. 3. 4. 5. 6. código de práticas equipamento projecto e instalações do laboratório vigilância da saúde formação tratamento de resíduos

2.1.1 Acesso ao laboratório • O símbolo e o sinal internacionais de aviso de risco biológico devem estar expostos na porta do laboratório. • Apenas pessoas autorizadas devem ter permissão para entrar nas áreas de trabalho do laboratório. • Não se deve autorizar ou permitir a entrada de crianças nas áreas de trabalho do laboratório.

Consoante os testes específicos realizados pelo laboratório e os resultados de uma avaliação dos riscos, poderão ser feitos aditamentos e modificações às medidas abaixo descritas, para contemplar diferentes níveis de risco. (Para mais informações, consultar os Capítulos 3, 4 e 5).

2.1.2 Responsabilidade do Director do Laboratório • Compete ao director do laboratório garantir a elaboração e adopção de um plano de gestão da biossegurança, assim como de um manual de biossegurança ou de funcionamento e um conjunto de procedimentos operacionais padrão. • O director deve garantir a formação da equipa e a avaliação da sua competência técnica para realizar os diferentes procedimentos. • O pessoal deve ser informado sobre riscos especiais e ler o manual de segurança (ou de funcionamento), além de seguir as práticas e procedimentos padrão. O director do laboratório deve assegurar-se de que todos os funcionários leram os manuais apropriados e que assinaram um documento, declarando terem compreendido todos os itens. Deve estar disponível no laboratório uma cópia da versão mais recente do manual de biossegurança ou de funcionamento, com a data da sua actualização. • Os sistemas de aquecimento, ventilação, ar condicionado e de contenção (direccionamento do fluxo de ar) devem ter um plano de manutenção permanente, para garantir sempre o seu funcionamento adequado.

2.1 Código de práticas O código de práticas descreve as práticas e procedimentos laboratoriais essenciais para a aplicação de boas (isto é, seguras) técnicas microbiológicas. O director do laboratório deve usar o código de práticas para elaborar instruções por escrito sobre os procedimentos a seguir na execução do trabalho de forma segura. Este manual de biossegurança ou de funcionamento deve também identificar perigos conhecidos e potenciais, assim como especificar práticas e procedimentos para minimizar os riscos associados a esses perigos. Os equipamentos especializados de laboratório devem ser sempre acompanhados de procedimentos adequados e boas técnicas microbiológicas, mas nunca podem substitui-los.

Os conceitos mais importantes a incluir nos códigos de práticas constam da lista que se segue:

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

2.1.3 Equipamentos de protecção pessoal (EPP) • O vestuário de protecção para laboratório deve ser usado sempre, durante o trabalho no laboratório. O vestuário de protecção não deve ser usado fora da área de laboratório (por exemplo, em refeitórios, cafés, escritórios, bibliotecas, salas de funcionários e casas de banho). • As batas de protecção e as batas de laboratório devem ser guardadas separadamenete do vestuário pessoal. As batas limpas e usadas devem ser guardadas em áreas separadas do laboratório. As batas de protecção ou de laboratório devem ser trocados, pelo menos, uma vez por semana, mas a sua lavagem não deve ser feita em casa. • As batas de protecção devem ter manga comprida e punho com elástico (pelo menos, com 30 cm de largura) e devem ser fechadas atrás. Deve haver diferentes tamanhos de batas para toda a equipa. As batas devem ser usadas quando a equipa trabalha no laboratório, onde existe um alto risco de infecção por TB. • As batas de laboratório têm geralmente mangas compridas e são fechadas à frente. Deve haver disponibilidade de diferentes tamanhos de batas para toda a equipa. • As luvas devem ser usadas em todos os procedimentos que envolvam contacto directo, ou possam envolver contacto acidental, com expectoração, sangue, fluídos corporais ou outros materiais potencialmente infecciosos. Após o uso, as luvas devem ser removidas de forma asséptica e as mãos devem ser bem lavadas. • Os funcionários devem lavar as mãos depois de qualquer contaminação detectada, após terminarem trabalho em que tenha sido manipulado material

infeccioso e sempre antes de sair das áreas de trabalho do laboratório. As mãos devem ser bem ensaboadas e esfregadas durante, pelo menos, 15 segundos, enxaguadas em água limpa e secas usando uma toalha de papel limpa. As torneiras automáticas ou operadas sem o uso das mãos são preferíveis, mas, onde não houver tais torneiras, deve usar-se uma toalha de papel para as fechar, evitando-se, assim, a contaminação das mãos lavadas. • É proibido comer, beber, fumar, aplicar cosméticos e manusear lentes de contacto dentro do laboratório. • É proibido guardar comida ou bebida em qualquer lugar dentro das áreas de trabalho do laboratório. • Não deve ser usado no laboratório calçado com abertura frontal. • Não devem ser usados telemóveis no laboratório.

2.1.4 Procedimentos • Todos os procedimentos devem ser realizados de forma a minimizar e/ou prevenir a produção de aerossóis e a formação de gotículas (ver Box 2). • É absolutamente proibido pipetar com a boca. • Nenhum material deve ser colocado na boca. Todas as etiquetas usadas no laboratório devem ser auto-adesivas. • O uso de agulhas e seringas deve ser limitado e não devem nunca ser usadas como substituto para a pipetagem. • A documentação escrita que tiver de ser removida do laboratório deve ser protegida contra a contaminação. • Todos os materiais contaminados, amostras e culturas devem ser adequadamente descontaminados, antes de serem descartados ou limpos para reutilização.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

• Todos os acidentes, derramamentos e exposição potencial a materiais infecciosos devem ser comunicados ao director do laboratório. Relatórios documentados de tais incidentes e das medidas correctivas adoptadas devem ser guardados para prevenção futura. • Deve ser elaborado e estar disponível no laboratório o procedimento operacional padrão para lidar com acidentes e derramamentos. Deve ser realizada formação prática, pelo menos anualmente, para garantir que o procedimento está a ser adoptado e que se tornou numa resposta automática.

• A embalagem e o transporte de amostras devem seguir as normas nacionais ou internacionais aplicáveis. • Devem ser elaborados procedimentos operacionais padrão e o pessoal deve receber formação para ser competente no seu uso. Devem estar disponíveis em diferentes áreas do laboratório manuais explicando os procedimentos, os quais deverão ser revistos anualmente. Os procedimentos operacionais padrão devem incluir informação sobre a avaliação dos riscos, devendo ser identificadas e implementadas medidas de minimização e controlo.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Box 2. Como minimizar a produção de aerossóis? Controlos de engenharia (por exemplo, câmaras de segurança biológica [CSB] e ventilação de sala) e protecção respiratória pessoal (tal como protectores respiratórios) podem ajudar a prevenir as infecções de TB adquiridas em laboratórios, associadas à inalação de aerossóis infecciosos. No entanto, a precaução mais importante para a redução da propagação da infecção em laboratórios é minimizar a produção de aerossóis. Alguns passos práticos para reduzir a produção de aerossóis são aplicáveis a todos os laboratórios de TB, enquanto outros são aplicáveis apenas a laboratórios considerados de risco moderado ou de alto risco. Para todos os laboratórios • Na preparação de esfregaços, é preferível fazer uso de aplicadores de madeira ou de ansas descartáveis, em vez das reutilizáveis, que precisam de ser esterilizadas por calor. • Se uma ansa reutilizável for usada, deve ser esterilizada num microincinerador fechado ou bico de Bunsen. As ansas reutilizáveis devem ser limpas, usando um recipiente com areia e álcool, antes da esterilização. • Quando preparar um esfregaço usando aplicador ou ansa, é aconselhável movê-lo devagar e suavemente, para evitar a produção de aerossóis. • Não mover ou fixar pelo calor os esfregaços, antes de terem secado completamente ao ar. Para laboratórios de risco moderado e alto risco de TB • Não forçar a expulsão de líquidos infecciosos de uma pipeta. • Não forçar a expulsão de ar de uma pipeta para líquidos potencialmente infecciosos. • Quando usar uma pipeta para adicionar um reagente a um líquido potencialmente infeccioso, apoiar a ponta da pipeta na parede interna do tubo e deixar o fluído escorrer lentamente. • Evitar sempre romper uma bolha ou película num tubo de cultura aberto. Isso pode ser evitado recolocando a tampa e batendo suavemente no topo do tubo, deixando o tubo de lado e esperando que assente qualquer aerossol que tenha sido gerado, antes de reabrir o tubo. • Quando centrifugar uma amostra para cultura, fazê-lo num copo de segurança devidamente selado ou num rotor selado, para evitar a libertação de aerossóis dentro da centrifugadora e do laboratório. Abrir sempre os copos de segurança ou os rotores selados dentro da CSB. • Após centrifugação, homogeneização ou agitação de amostras ou culturas, colocar os tubos dentro da CSB e deixar descansar pelo menos 10 minutos, para deixar os aerossóis assentarem antes de os abrir. • Nunca fazer homogeneização em tubo aberto; certificar-se sempre de que os tubos estão seguramente fechados com tampa de rosca, quando usar o vórtex ou agitar. Não usar tubos com tampão de algodão ou tampas de borracha no vórtex. • Não misturar ou ressuspender materiais infecciosos, enchendo repetidamente e esvaziando completamente uma pipeta. • Deixar os tubos que foram agitados no vórtex descansar por 10-15 minutos, para minimizar a propagação de aerossóis, principalmente se os tubos contiverem altas concentrações de bacilos de TB. • Quando decantar líquidos, segurar os tubos num ângulo tal que o líquido escorra pelo lado do tubo ou pelo lado do recipiente de descarte, para minimizar eventuais salpicos. • Inserir sempre apenas a ponta descartável de uma micropipeta num tubo ou recipiente, NUNCA inserir o borel da micropipeta.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

2.1.5 Áreas de Trabalho • O laboratório deve ser dividido em áreas “limpas” e “potencialmente contaminadas”, deixando a área limpa reservada para trabalho administrativo e preparações. O acesso às áreas limpas e áreas contaminadas deve ser controlado e regulado pela administração do laboratório. • O laboratório deve ser mantido em ordem, limpo e livre de materiais e equipamentos que não estejam a ser usados para realizar o trabalho de rotina. Os equipamentos e materiais não utilizados ou que não estejam a funcionar devem ser removidos das áreas de trabalho do laboratório. • As superfícies de trabalho devem ser descontaminadas depois de qualquer tipo de fuga de material potencialmente infeccioso e no final de cada sessão de trabalho. (Para mais informações, ver a secção de fugas no Capítulo 8).

5), mais informações sobre CSB são dadas no Capítulo 6; outras informações sobre outros equipamentos de segurança são dadas no Capítulo 7. Em laboratórios onde o risco de infecção é considerado moderado ou alto, a CSB funciona como a primeira contenção de aerossóis infecciosos produzidos por determinados procedimentos.

2.3 Projecto e instalações A concepção adequada do laboratório, assim como a construção propriamente dita das suas instalações, deve contribuir para a protecção dos seus funcionários e proporcionar uma barreira, que proteja as pessoas da comunidade contra aerossóis de TB que possam ter sido gerados no laboratório. As características do laboratório, incluindo áreas separadas e seu sistema de ventilação, são medidas secundárias de contenção. A recomendação das barreiras secundárias de contenção vai depender dos procedimentos realizados no laboratório e do risco de transmissão a eles associado. Num laboratório de baixo risco de TB, as barreiras secundárias de contenção incluem uma separação entre a área de trabalho do laboratório e a área de acesso ao público, a garantia de descarte adequado de resíduos sólidos e a existência de um lavatório para as mãos. Num laboratório de alto risco de TB, a presença de uma sala que separa o laboratório das áreas públicas serve como uma barreira secundária adicional. Os directores de laboratórios são responsáveis por oferecer instalações condizentes com as funções do laboratório e seu nível de risco. Ao conceber um laboratório de TB, deve prestar-se especial atenção a causas comuns de problemas de segurança, entre elas as superfícies permeáveis, a superlotação em áreas de trabalho, a facilidade com que as pessoas não autorizadas entram no laboratório, o trânsito de pessoal e de doentes perto ou dentro do laboratório e o fluxo de trabalho inadequadamente projectado.

2.2 Equipamentos Os equipamentos devem ser selecionados, levando em conta alguns princípios gerais, ou seja, eles devem ser: • concebidos para prevenir ou limitar o contacto entre o operador e o material infeccioso; • feitos de materiais impermeáveis a líquidos e resistentes à corrosão; • fabricados para serem lisos, sem pontas agudas ou partes móveis desprotegidas; • projectados, construídos e instalados para facilitar o seu funcionamento e proporcionar uma fácil manutenção, limpeza, descontaminação e testes de certificação; os vidros e outros materiais quebráveis devem ser evitados sempre que possível. Além do equipamento laboratorial específico necessário para laboratórios com diferentes níveis de risco (descritos nos Capítulos 3, 4 e

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

A lista que se segue identifica as características básicas recomendadas para um projecto de laboratório de TB. • É preciso haver ventilação adequada e fluxo de ar direccional. • Deve destinar-se um amplo espaço para a realização segura do trabalho laboratorial e para sua limpeza e manutenção. • Paredes, tectos e chãos devem ser lisos e fáceis de limpar. O chão deve ser antiderrapante. • A superfície das bancadas deve ser impermeável à água e resistente a produtos químicos e aos desinfectantes normalmente usados no laboratórios; devem ser resistentes ao calor moderado. • A iluminação deve ser adequada para todas as actividades. Devem evitar-se reflexos indesejados e brilhos. Não se deve usar cortinas. • A mobília do laboratório deve ser resistente. A mobília deve ser de material impermeável e de fácil descontaminação. Não se deve usar mobília revestida de tecido. • Os espaços abertos entre ou debaixo das bancadas, câmaras e equipamento devem estar acessíveis para limpeza. • A área de armazenamento deve ser adequada para armazenar materiais de uso imediato e, dessa forma, evitar a sua acumulação sobre as bancadas e nos corredores externos do laboratório. Deve-se também providenciar uma área de armazenamento a longo prazo, convenientemente localizada fora das áreas de trabalho do laboratório. • Deve estar identificada uma área para a preparação, manuseamento e armazenamento seguro de ácidos, corantes e solventes. • Os espaços para guardar vestuário e bens pessoais dos funcionários devem ficar fora das áreas de trabalho do laboratório.

• Os espaços para alimentação e descanso devem localizar-se fora das áreas de trabalho do laboratório. • Deve haver um lavatório com sabão para lavagem das mãos em cada sala do laboratório, de preferência perto da saída. Recomenda-se a instalação de torneiras com sensores ou de fechamento automático. O dispensador de toalhas de papel deve estar próximo do lavatório. • As portas do laboratório devem ser à prova de fogo, com um visor de vidro e, de preferência, terem um sistema de fechamento automático. • O fornecimento de energia deve ser fiável e adequado.

2.4 Formação Os erros humanos e as técnicas inadequadas podem comprometer as melhores medidas de segurança postas em prática para proteger o pessoal do laboratório. Funcionários bem formados, informados e conscientes da segurança são essenciais para prevenir infecções adquiridas no laboratório, assim como incidentes e acidentes. Toda a equipa deve receber formação em segurança; essa formação deve incluir o código de práticas de laboratório e as práticas e procedimentos de segurança integradas no manual de segurança. O director do laboratório deve garantir a formação da equipa e fazer a avaliação da sua competência técnica nos diversos procedimentos. Essa formação deve sempre incluir informação sobre as práticas de segurança que devem ser seguidas, para evitar ou minimizar os riscos de inalação, ingestão e inoculação. A formação deve também ensinar como descontaminar e descartar adequadamente o material infeccioso.

2.5 Tratamento de resíduos Os procedimentos de gestão dos resíduos devem cumprir todos os requisitos e regulamentos

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

pertinentes locais ou nacionais. Resíduo é tudo o que deve ser descartado. O princípio fundamental para minimizar riscos a partir do lixo é que todos os materiais infecciosos devem ser desinfetados, incinerados e preparados para serem enterrados ou autoclavados. Devem usar-se sacos de descarte na separação dos resíduos. A maior parte dos vidros, instrumentos e vestuário de laboratório será novamente usado ou reciclado. As principais perguntas a fazer antes do descarte de quaisquer objetos ou materiais de um laboratório devem ser: • Os objectos ou materiais foram eficazmente descontaminados ou desinfectados, seguindo procedimentos adequados? • Em caso de resposta negativa, eles foram embalados em recipientes ou sacos para incineração imediata ou autoclavagem no local de geração dos resíduos? • A eliminação dos materiais descontaminados envolve outros riscos potenciais, biológicos ou de outra natureza para aqueles que realizam a eliminação ou para aqueles que possam entrar em contacto com materiais descartados fora das instalações? A incineração é útil para o descarte de resíduos de laboratório, com ou sem descontaminação prévia. A incineração de materiais infecciosos é uma alternativa à esterilização em autoclave, mas somente se o director do laboratório puder garantir que os procedimentos adequados de incineração são seguidos.

químicas tóxicas e fumos. Existem, no entanto, muitos modelos satisfatórios de câmaras de combustão. O ideal é que a temperatura na câmara primária seja de, pelo menos, 800°C e que na câmara secundária ela atinja, pelo menos, 1000°C. Para que a temperatura requerida seja atingida, as incineradoras devem ser adequadamente projectadas, operadas e mantidas. Os materiais para incineração, mesmo com descontaminação prévia, devem ser transportados para a incineradora dentro de sacos de plástico, de preferência. O pessoal encarregado do funcionamento da incineradora deve receber instruções precisas sobre o carregamento e o controlo da temperatura. Também é preciso notar que o funcionamento eficiente da incineradora depende, em grande parte, da mistura correcta dos materiais dos resíduos que estão a ser incinerados. Existem actualmente preocupações relativas aos possíveis efeitos ambientais negativos das incineradoras, prosseguindo-se assim esforços para as tornar mais amigas do ambiente e com maior eficiência energética. As autoclaves são uma alternativa à incineração.

2.5.2 Autoclavagem Devem ser usadas autoclaves separadas para esterilizar soluções ou vidraria (material limpo) e para descontaminar materiais infecciosos. Os seguintes materiais são apropriados para autoclavagem: • instrumentos, vidraria, meios e soluções para uso estéril em laboratórios de TB que realizam diagnóstico geral; • culturas de micobactérias para serem descartadas; • todo material infeccioso proveniente de laboratórios de contenção de TB onde é realizada cultura de micobactérias. O tempo, a temperatura e a pressão devem ser registados em cada ciclo de autoclavagem, para monitorizar se a autoclave está a funcionar

2.5.1 Incineração A incineração adequada de resíduos perigosos exige meios eficientes de controlo de temperatura e uma câmara de combustão secundária. Muitas incineradoras, principalmente as que têm uma única câmara de combustão, são insatisfatórias para desinfectar materiais infecciosos ou plásticos. A destruição de tais materiais pode não ser completa e o efluente que sai da chaminé pode poluir a atmosfera com microrganismos, substâncias

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

de forma adequada. Devem ser usados regularmente indicadores biológicos, para validar a capacidade da autoclave para atingir a esterilização.

Álcool Os álcoois, etanol ou álcool isopropílico são usados em solução de 70%. Os álcoois são voláteis e inflamáveis e não devem ser usados perto do fogo. As soluções de trabalho devem ser armazenadas em recipientes apropriados para evitar a evaporação. Os frascos com soluções contendo álcool devem ser rotulados de forma clara, para evitar que sejam colocados em autoclaves. Uma solução de álcool a 70% pode ser usada sobre superfícies das bancadas de laboratório e em CSB para descontaminação de rotina. A principal vantagem das soluções aquosas de álcoois é não deixarem resíduos nos objectos tratados. Quando há contaminação das mãos, é eficaz enxaguar com álcool a 70% ou álcool isopropílico, seguido de uma lavagem cuidadosa com água e sabão. Ácido Peracético O ácido peracético é caracterizado pela acção rápida contra todos os microrganismos. As vantagens especiais do ácido peracético são que os seus produtos de decomposição não são perigosos, favorece a remoção de material orgânico e não deixa resíduos. A solução de trabalho (concentração de 2%) é estável durante 48 horas após preparação.

2.5.3 Desinfecção A acção germicida dos desinfectantes depende da população de organismos a serem eliminados, da concentração usada, do tempo de contacto e da presença de resíduos orgânicos. Os desinfectantes recomendados como apropriados para uso em laboratórios de TB são os que contêm fenóis, cloro ou álcool. São estes os geralmente seleccionados, dependendo do tipo de material a ser desinfectado. Fenol O fenol deve ser usado numa concentração de 5% em água. No entanto, a inalação e exposição da pele ao fenol é altamente irritante para a pele, olhos e membranas mucosas. A ingestão de fenol é considerada tóxica. Devido à sua toxicidade e odor, em lugar do fenol geralmente são usados os seus derivados. As soluções de fenol são usadas para descontaminar equipamentos e itens descartáveis, antes de serem descartados. Cloro O cloro está amplamente disponível. Soluções de hipoclorito de sódio (lixívia de uso doméstico) contêm 50 g/l de cloro activo e devem, por isso, ser diluídas a 1:50 ou 1:10 em água, para se obter uma concentração final de 1 g/l ou 5 g/l. A lixívia, quer concentrada quer em solução, deve ser armazenada em área bem ventilada e escura. Em boas condições de armazenamento, a solução de 50 g/l pode durar até 3 meses; as soluções diluídas devem ser preparadas diariamente. O hipoclorito de sódio pode ser usado como desinfectante de finalidade geral e para submergir materiais metálicos contaminados; por ser altamente alcalino, pode corroer metais.

2.6 Procedimentos de descarte de materiais contaminados Deve adoptar-se um sistema de identificação e separação dos materiais infecciosos e seus recipientes. As categorias devem incluir: • resíduo não contaminado (não infeccioso) que pode ser reutilizado, reciclado ou descartado como lixo doméstico; • material cortante contaminado (infeccioso), tal como vidro quebrado, seringas e lâminas; • material contaminado para ser enterrado, incinerado ou autoclavado.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

2.6.1 Vidro quebrado e lâminas As lâminas quebradas ou usadas devem ser descartadas em recipientes para material cortante. Os recipientes para material cortante devem ser à prova de perfurações, devem ter uma tampa e não devem ser cheios até acima. Quando estiverem com a sua capacidade ¾ cheia, devem ser colocados nos recipientes para resíduos infecciosos e incinerados ou autoclavados. Os recipientes de materiais cortantes não devem ser descartados em aterros, a não ser que tenham sido previamente incinerados ou colocados em autoclave. As lâminas usadas não devem ser reutilizadas.

antes de serem transportados para incineração ou autoclavagem. Se possível, os materiais provenientes de laboratórios de TB não devem ser descartados em aterros, nem mesmo depois de sua descontaminação. Recipientes para descarte, ou panelas ou potes inquebráveis (por exemplo, de plástico) devem ser colocados em todas as áreas de trabalho. Deve usar-se desinfectante eficaz contra M. tuberculosis, certificando-se de que o material descartado se mantém em contacto directo com o desinfectante usado (isto é, não protegido por bolhas de ar), pelo tempo necessário, conforme o desinfectante usado. Os recipientes de descarte devem ser descontaminados e lavados antes de serem usados novamente. Em laboratórios onde o risco de infecção com TB é baixo, os potes de expectoração em plástico, os cartuchos usados em análises moleculares (por exemplo, Xpert MTB/RIF) e os aplicadores de madeira devem ser retirados do laboratório em sacos de lixo selados para incineração.

2.6.2 Descarte de materiais contaminados ou potencialmente infecciosos Todas as culturas positivas de TB devem ser esterilizadas por autoclave, antes de serem removidas do laboratório para descarte. Uma autoclave deve estar disponível perto ou dentro do laboratório onde se realizam as culturas de TB. Todos os materiais contaminados (potencialmente infecciosos), excepto cortantes, devem ser colocados em sacos de plástico descartáveis,

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

3. Laboratórios de baixo risco de TB As recomendações descritas neste capítulo são os requisitos mínimos necessários para limitar ou reduzir os riscos de infecção em laboratórios que realizem actividades consideradas como de baixo risco de disseminação da TB. Outras medidas podem ser necessárias seguindo uma avaliação de riscos específica para o local. Ao seguir os requisitos mínimos de biossegurança descritos neste capítulo, os laboratórios de risco baixo de TB podem, de forma segura, realizar certos procedimentos com amostras de expectoração, uma vez que a natureza viscosa da expectoração não é propensa a produzir aerossóis, quando se seguem as boas técnicas microbiológicas. Os laboratórios de risco baixo de TB podem: • processar amostras de expectoração para baciloscopia; • processar amostras de expectoração para testes com o Xpert MTB/RIF® (Cepheid, Sunnyvale Ca., USA). Abrir os potes de expectoração e preparar o esfregaço pode produzir aerossóis, mas o risco de transmissão devido a esses procedimentos é insignificante, em comparação com os aerossóis gerados por uma simples tosse desprotegida. Há pouca evidência epidemiológica de que a preparação de esfregaço de expectoração represente um grande risco de aquisição de infecção por TB14,15. Nota: A recolha de amostras de expectoração dos doentes não deve ser feita dentro do laboratório. • uso impróprio dos espaços da bancada; • recipientes de amostras com fugas; • manipulação descuidada de amostras, que pode levar a subsequente aerossolização; • agitação vigorosa das amostras; • ventilação ou iluminação deficientes

3.2 Características específicas e medidas essenciais mínimas de biossegurança Para se enfrentarem potenciais riscos específicos, devem estabelecer-se os seguintes requisitos de biossegurança14,15 num laboratório de baixo risco de TB. 1. Uso dos espaços das bancadas: as bancadas para manipulação de amostras biológicas para baciloscopia ou testes Xpert MTB/RIF devem ser separadas das áreas usadas para recepção de amostras e áreas administrativas usadas para trabalho de escritório e equipamento de telecomunicação. 2. Ventilação: esfregaços realizados directamente de amostras de expectoração e manipulação de amostras para teste Xpert MTB/RIF podem ser efectuados em bancada aberta, num laboratório adequadamente ventilado, quando se usam técnicas microbiológicas apropriadas. Ventilação adequada para laboratórios de TB é tipicamente descrita como fluxo direccional de ar com 6 a 12 trocas de ar por hora (TAH) (ver Box 3 e 4). Fluxo direcional de ar significa que o ar flui de áreas limpas para áreas onde podem ser gerados aerossóis; esse ar deve ser extraído da sala de forma segura. “Troca de ar por hora” significa o volume de ar da sala que foi expelido por hora e substituído por ar limpo. Quando se usa ventilação mecânica, a troca de ar por hora pode ser facilmente calculada.

3.1 Factores que aumentam o risco de infecção Além dos riscos gerais abordados pelas medidas de biossegurança descritas no Capítulo 2, o laboratório de risco baixo de TB também pode enfrentar os seguintes desafios, que aumentam os riscos:

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Para procedimentos de baixo risco, a ventilação natural deve ser suficiente, desde que o fluxo de ar passe longe do técnico e sobre a área de trabalho, onde está o material potencialmente infeccioso, e depois para longe das áreas ocupadas da sala e para fora do laboratório; esse fluxo deve fornecer protecção contra os aerossóis que possam ser gerados na área de trabalho. Para se ter controlo direccional dos contaminantes no ar, o ar deve deslocar-se com a velocidade de, pelo menos, 0,5 m/s16. A ventilação pode ser garantida com janelas abertas, se as condições climáticas o permitirem. Quando as condições climáticas impedirem a

abertura de janelas, devem usar-se sistemas de ventilação mecânica que proporcionem entrada de ar, sem haver recirculação no interior da sala. Os aparelhos de ar condicionado devem ser posicionados correctamente, conforme a direcção do fluxo de ar. É importante assegurar que a corrente de ar no laboratório fique distante do técnico. Estações de trabalho ventiladas são uma solução opcional para contenção de aerossóis, durante a realização de baciloscopias ou testes com Xpert MTB/RIF em ambientes onde não seja possível ventilação natural ou mecânica. Estão disponíveis orientações e especificações para estações de trabalho ventiladas17.

RECOMENDAÇÃO DO GRUPO DE PERITOS Não foram definidas internacionalmente normas para ventilação adequada em laboratórios. O Grupo de Peritos recomenda como ventilação adequada para laboratórios de TB uma definição pragmática de fluxo de ar direccionado que inclui 6-12 trocas de ar por hora. O Grupo de Peritos salienta que não existem evidências que sugiram que um número maior de trocas de ar por hora reduza o risco de infecção adquirida em laboratório e reconhece que os custos dos sistemas de ventilação com uma capacidade maior são consideráveis.

Box 3. Determinar os requisitos de ventilação A ventilação move o ar externo para dentro de uma sala de laboratório e distribui o ar dentro da sala. O objectivo da ventilação no laboratório é fornecer ar limpo que dilua e remova do laboratório qualquer ar potencialmente contaminado. A ventilação do laboratório tem três elementos básicos: taxa de ventilação – quantidade de ar externo que entra no laboratório; direcção do fluxo de ar – o fluxo de ar total no laboratório deve circular das áreas funcionalmente limpas para as áreas sujas do laboratório; padrão de fluxo de ar – o ar externo deve ser levado para cada área do laboratório e ser removido de forma eficiente. Existem três métodos para a ventilação do laboratório: ventilação natural, mecânica ou híbrida (método misto). Ventilação Natural Forças naturais impulsionam o ar externo através de portas e janelas abertas do laboratório. A ventilação natural, na maioria das vezes, gera uma alta taxa de ventilação de forma mais económica, devido ao uso de forças naturais e grandes aberturas que, em conjunto, conseguem alcançar taxas muito altas de troca de ar. A ventilação natural adequada em laboratórios depende do clima, do projecto do laboratório e das práticas de trabalho da equipa do laboratório.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Ventilação Mecânica Ventiladores mecânicos podem ser instalados directamente em janelas ou paredes ou em condutas de exaustão do laboratório. O tipo de ventilação mecânica dependerá do clima. Os sistemas de ventilação mecânica são considerados fiáveis para proporcionar a taxa de fluxo de ar desejável, independentemente do impacto da variação de ventos e da temperatura ambiente. A ventilação mecânica pode ser integrada com um sistema de ar condicionado, para controlo da temperatura e humidade. A ventilação mecânica pode também ser conseguida usando-se uma estação de trabalho ventilada. Ventilação Híbrida (método misto) A ventilação híbrida (método misto) conta com forças naturais para fornecer a taxa de fluxo de ar desejável. Ela usa a ventilação mecânica quando a taxa de fluxo de ventilação natural é muito baixa. Quando a ventilação natural não é suficiente, podem ser instalados exaustores para aumentar a taxa de ventilação nos laboratórios que realizam a baciloscopia. No entanto, é preciso instalar ventiladores no local em que o ar da sala é expelido directamente para o exterior, através de uma parede ou do tecto. O tamanho e o número de exaustores dependem da taxa de ventilação desejada e devem ser calculados antes do uso desse método. (ver Box 4).

3. Minimizando a produção de aerossóis: a preparação do esfregaço de expectoração para baciloscopia directa ou a preparação da amostra para o teste Xpert MTB/RIF, teoricamente, tem o potencial de gerar aerossóis. Entretanto, como as amostras de expectoração são geralmente viscosas, a produção de aerossóis pode ser minimizada, quando se aplicam boas técnicas microbiológicas. Deve ter-se cuidado ao abrir os recipientes com amostras, que podem ter sido agitadas durante o transporte para o laboratório. Ao secar o esfregaço, deve evitar-se o risco de salpico de material infeccioso na chama de um bico de Bunsen. É preferível secar as amostras ao ar e só usar a chama para fixar as lâminas, quando estiverem completamente secas. O uso de aplicadores de madeira ou ansas descartáveis é preferível para preparar os esfregaços. 4. Manuseio de recipientes de amostras que tenham fugas: a integridade dos recipientes com amostras levadas para o laboratório deve ser examinada. Pode ser necessário descartar recipientes com

fugas e pedir novas amostras. Se restar uma amostra adequada num recipiente com fuga, este deve ser descontaminado com desinfectante adequado, antes do processamento. As amostras devem ser embaladas e transportadas para o laboratório em posição vertical, para minimizar a possibilidade de fugas. 5. Equipamento de protecção pessoal: cada país e instituição deve avaliar os riscos e decidir qual a protecção pessoal mais apropriada para os diferentes procedimentos a realizar. Devem usar-se sempre batas de protecção laboratorial. Devem usar-se luvas em todos os procedimentos que envolvem contacto directo, ou possam envolver contacto acidental, com expectoração, sangue, fluido corporal e outros materiais potencialmente infecciosos. As luvas devem ser trocadas regularmente e não podem ser reutilizadas. A equipa deve sempre lavar as mãos, antes de sair do laboratório. Não são exigidos protectores respiratórios na preparação da baciloscopia.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Box 4. Como determinar a ventilação adequada num laboratório de tuberculose (TB) que use um sistema mecânico de ventilação Ventilação adequada em laboratórios de TB é geralmente descrita como sendo um fluxo de ar direcionado, com 6 a 12 trocas de ar por hora (TAH). Fluxo de ar direccionado significa fluxo de ar insuflado de áreas limpas do laboratório para áreas onde é possível haver produção de aerossóis, seguida de exaustão segura de ar para fora da sala. TAH refere-se ao volume de ar de uma sala expelido por hora e substituído por ar limpo. Quando se usa ventilação mecânica, um método para se medir as TAH é o seguinte: 1. 2. 3. 4. identificar as saídas de ar. cobrir as saídas com uma peça de papelão com abertura de 10 cm x 10 cm; medir a velocidade do ar com um variómetro ou anemómetro; calcular a taxa volumétrica de fluxo de ar para cada porta de exaustão Q = V x A x 3600 Q= taxa volumétrica de fluxo de ar em m3/h V = velocidade do ar em m/s A = área da abertura em m2 (por exemplo: 10 cm [0,1 m] x 10 cm = 0,01 m2)) 3600 = conversão de segundos para horas; 5. somar todas as exaustões da sala; 6. medir o volume da sala Vol = comprimento x largura x altura = m3 (medida em metros); 7. calcular a TAH TAH = Q / Vol. Quando se usa ventilação natural, a medição da TAH é muito variável para fornecer uma medida fiável de ventilação. Em vez disso, é preferível usar o fluxo de ar direccionado para proporcionar condições seguras de trabalho. Assegurar-se de que o ar passa pelo funcionário, através da área de trabalho com materiais potencialmente infecciosos e para longe das áreas ocupadas da sala deve proporcionar protecção contra os aerossóis produzidos na área de trabalho.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

4. Laboratórios de médio risco de TB As recomendações descritas neste capítulo são os requisitos mínimos necessários para limitar ou reduzir os riscos de infecção em laboratórios que realizem procedimentos específicos, considerados como de risco médio para a disseminação da TB. Podem ser necessárias medidas adicionais, dependendo da avaliação de riscos específica para o local. Ao seguir os requisitos mínimos de biossegurança descritos neste capítulo, os laboratórios de risco médio de TB podem realizar, de forma segura, procedimentos que envolvam um risco moderado de aerolização das amostras, mas com uma concentração relativamente baixa de partículas infecciosas. Os laboratórios de risco médio podem: • processar amostras para inoculação em meio de cultura sólido; • realizar teste de sensibilidade directo (por exemplo: testes com sondas moleculares, teste de sensibilidade por observação microscópica [MODS], ensaio da nitrato redutase [NRA] em expectoração processada). • câmaras de segurança biológica sem condutas apropriadas; • ambiente de trabalho empoeirado, podendo causar bloqueio dos filtros HEPA das CSB;

• manipulação descuidada de amostras, podendo levar à formação de aerossóis; • não cumprimento adequado das recomendações para uso do vórtex (por exemplo, usá-lo fora da CSB); • quebra dos recipientes de amostras fugas durante a centrifugação; ou

• problemas associados à abertura dos copos da centrifugadora fora da CSB; • falta de avisos de biossegurança adequados e de informações sobre quem deve ser contactado em caso de emergência; • mau funcionamento dos sistemas refrigeração ou de aquecimento . de

4.1 Factores que aumentam o risco de infecção Além dos riscos gerais abordados pelas medidas de biossegurança descritas no Capítulo 2 (como pessoas não autorizadas no laboratório, pipetar com a boca, locais de trabalho desorganizados, descarte impróprio de resíduos), o laboratório classificado como de risco médio também pode enfrentar os seguintes desafios, que aumentam os riscos: • trabalho em insuficiente; área com ventilação

Boas técnicas microbiológicas são essenciais para minimizar a geração de aerossóis.

4.2 Características específicas e medidas essenciais mínimas de biossegurança Em laboratórios com risco moderado de infecção, há dois níveis de contenção: a CSB (contenção primária) e o próprio laboratório (contenção secundária). Para enfrentar os riscos específicos associados a um laboratório de risco moderado, devem tomar-se as seguintes medidas de mitigação e controlo. 1. Câmaras de segurança biológica: todo o processamento e digestão de amostras de expectoração e manipulação de amostras de expectoração liquefeitas devem ser

• trabalho com iluminação insuficiente; • câmaras de segurança biológica mal conservadas e sem certificação;

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

realizados dentro da CSB. A câmara é a primeira forma de contenção no momento em que as amostras são processadas para inoculação de meios de cultura ou para realização de testes de sensibilidade directos. Por essa razão, as boas técnicas microbiológicas e o uso adequado das câmaras são essenciais para permitir que o trabalho seja realizado de forma segura. O uso inadequado das câmaras permite a libertação de aerossóis sejam dentro do ambiente laboratorial (ver Capítulo 6 para mais informações sobre CSB). As câmaras de segurança biológica devem ficar afastadas de passagens e da circulação de portas e das tomadas de ar dos sistemas de condicionamento de ar. O ar de exaustão de câmaras que tenham sido mantidas adequadamente deve ter passado através de filtros HEPA no alto da câmara e por isso pode ser expelido para dentro da sala ou conduzido para o exterior, dependendo do grau de sofisticação do sistema de ventilação instalado. É necessário um espaço adequado entre a câmara e o tecto, para permitir que o fluxo do ar da câmara não seja obstruído.

exaustão do edifício deva corresponder de forma precisa aos requisitos de fluxo de ar especificados pelo fabricante. É necessário que uma fonte de alimentação de energia ininterrupta esteja ligada à câmara de segurança biológica e ao ventilador de exaustão, em locais em que a alimentação de energia não seja fiável; essa fonte dá mais tempo aos técnicos para completarem o trabalho de risco biológico e para permitir que o restante do ar contaminado na câmara seja expelido para a área externa, no caso de interrupção da energia. Recomenda-se a instalação, nas condutas, de dispositivos para prevenção de refluxo, a fim de evitar que o ar contaminado expelido reentre no laboratório, caso ocorra uma interrupção de energia. É útil possuir um gerador de apoio para as câmaras e outros equipamentos essenciais, tais como incubadoras e congeladores.

Recomendam-se câmaras Classe I ou Classe II; no entanto, elas devem ser projectadas por um fabricante certificado e ter manutenção. Devem ser certificadas in loco, pelo menos, uma vez por ano. Preferem-se as câmaras Classe II tipo A2 por apresentarem protecção, tanto para o operador como para o meio que está a ser inoculado (protecção ao produto). As câmaras Classe II tipo B são apropriadas, mas não são recomendadas para novos laboratórios de TB, porque exigem tubulação inteiriça. Além disso, existe maior dificuldade em equilibrar a pressão da sala, fazer a sua manutenção e garantir o seu correcto funcionamento. Os tubos rígidos exigem que o sistema de

2. Ventilação: Além da CSB (barreira primária), a barreira secundária (proporcionada pelo próprio laboratório) é obtida através da manutenção de um fluxo de ar unidireccional para dentro do laboratório e pela garantia de um mínimo de 6 a 12 trocas de ar por hora. Uma forma simples de se criar um fluxo unidirecional é colocar uma passagem de ar que permita o ar fluir para dentro da área limpa do laboratório e operar continuamente uma ou mais CSB, com ligação tipo coifa, para puxar o ar para a área suja do laboratório, removê-lo do laboratório e expeli-lo para fora do edifício. Deve instalar-se um dispositivo de monitorização visual, com ou sem alarme, para que os funcionários possam a qualquer momento certificar-se de que existe um fluxo direcional apropriado dentro do laboratório (ver Box 5). Ao canalizar a CSB para a parte externa do edifício, usando uma ligação tipo

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

coifa, cria-se um fluxo de ar unidirecional dentro do laboratório, o que faz com que qualquer ar contaminado na CSB seja expelido do laboratório através dos filtros HEPA da CSB. Quando a câmara estiver ligada, o ventilador externo removerá o ar da câmara e da sala. Quando a câmara estiver desligada, o ar expelido será retirado apenas da sala. Um ventilador externo pode ser instalado com ou sem uma ligação ao modo (em funcionamento ou em espera) da câmara. O ideal é que o ventilador externo tenha um interruptor próprio, separado da CBS ou, alternativamente, possa ser ligado a um circuito de retransmissão, de tal forma que o ventilador externo continue a funcionar por algum tempo após a CBS ter sido desligada, de forma a garantir que todo o ar extraído da CBS tenha sido expelido para o exterior. A maior vantagem de uma CSB com ligação tipo coifa é que não é necessário fazer nenhum ajuste à câmara e que a direcção do fluxo de ar do interior para o exterior do laboratório será mantida. Alternativamente, o ar expelido de dentro da CSB, através dos filtros HEPA, pode ser libertado para o interior do laboratório. Contudo, nesse caso, deve haver um sistema separado de exaustão do edifício que assegure um mínimo de 6 a 12 TAH no laboratório. O sistema de ventilação do edifício deve ser construído de forma a que o ar do laboratório de risco moderado de TB não seja recirculado para outras áreas dentro do edifício. Quando o ar expelido do laboratório for descarregado para o exterior do edifício, ele deve ser dissipado para longe dos edifícios ocupados e das suas entradas de ar. Em laboratórios de risco moderado e de risco alto de TB, as janelas devem ser mantidas fechadas durante todo o tempo. • Equipamento de protecção pessoal: cada laboratório deve estudar os seus riscos (por exemplo, avaliando as actividades

e o volume de trabalho do laboratório, a prevalência de TB e a prevalência de estirpes resistentes a medicamentos) e decidir sobre o nível de protecção pessoal que é adequado para os seus funcionários. Devem usar-se sempre luvas e batas de protecção nos laboratórios com risco moderado de infecção. Durante o seu processamento, as amostras são liquefeitas; isso aumenta a probabilidade de geração de aerossóis e, portanto, são essenciais medidas que minimizem a produção de aerossóis. As luvas devem ser trocadas regularmente. Os técnicos devem sempre lavar as mãos antes de sair do laboratório. Não são necessários protectores respiratórios, desde que as amostras sejam processadas dentro de uma CSB correctamente mantida e usando boas técnicas microbiológicas. Os protectores respiratórios não devem ser considerados como alternativa às CSB. • Projecto do laboratório: o laboratório deve ser separado das áreas de acesso livre dentro do edifício. Um local para lavar as mãos deve ser colocado perto da porta de saída do laboratório. • Descontaminação e descarte de resíduos sólidos: em laboratórios de risco moderado, todos os resíduos infecciosos a remover devem ser descartados de forma apropriada. Devem ser transportados em sacos de plástico hermeticamente fechados ou em recipientes que cumpram as especificações locais. Quaisquer materiais que sejam reutilizados devem ser descontaminados com um desinfectante apropriado ou autoclavado, antes de serem removidos do laboratório. • Minimizar a produção de aerossóis: a formação de funcionários deve sempre incluir informação sobre os métodos mais

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

seguros para os procedimentos de cultura, visando evitar a inalação de aerossóis produzidos com o uso de ansas, pipetas, abertura de recipientes com amostras, manuseio de recipientes danificados ou com fugas, centrifugação e misturador. A possibilidade de salpico de material infectante, quando se estiver a usar um bico de Bunsen, deve ser evitada, usando-se um microincinerador eléctrico fechado para esterilizar ansas reutilizáveis.

Recomenda-se o uso de ansas e pipetas estéreis descartáveis. As centrifugadoras devem ter copos de segurança ou rotores de contenção. O material infeccioso pode ser centrifugado na parte aberta do laboratório, sempre que se usem frascos lacrados de centrifugadoras e que os copos sejam carregados e descarregados dentro da CSB.

Box 5. Como calcular o número de trocas de ar por hora (TAH) num laboratório que use uma câmara de segurança biológica (CSB) com conexão tipo coifa. • Determinar o volume da sala do laboratório (área da sala x altura da sala). • Determinar o volume necessário de TAH (multiplicando o volume da sala por 6 para o número mínimo de trocas de ar e por 12 para o número máximo). • Determinar o número de CSB e o fluxo de ar expelido de cada câmara. O ar expelido de uma CSB com profundidade de 150 cm será de aproximadamente 500 m³/h, (ou seja, área de entrada do fluxo de ar de 1,50 m x 0,2 m x velocidade do ar 0,38 ou 0,5 m/s x 3600 s = 410 – 540 m³/h). Fazer esse cálculo para cada câmara usada. • Determinar a potência do exaustor externo instalado no final da conduta, que deve exceder a taxa de fluxo volumétrico de cada CSB em 30-50%, e que deve ser controlável e ligado a uma fonte ininterrupta de energia. O ar proveniente da CSB deve ser canalizado através de condutas de ventilação com diâmetro superior a 20 cm. Por exemplo: um laboratório com uma área de 5 m x 10 m e um tecto de 2,5 m de altura vai necessitar que entre 750 m3 e 1500 m3 de ar sejam expelidos todas as horas, para permitir que sejam realizadas as 6-12 trocas de ar da sala exigidas. Dessa forma, duas CSB com conexão tipo coifa podem expelir 1300-1500 m3 de ar do laboratório por hora. • O projecto do sistema de ventilação do laboratório deve ser feito por um engenheiro especializado.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

5. Laboratórios de alto risco de TB (laboratório de contenção da TB) O termo laboratório de contenção de TB referese a instalações que possuem as características mínimas de projecto necessárias para manipular culturas de TB de forma segura. Este tipo de instalação pode ou não cumprir todos os requisitos de um laboratório de Nível de Biossegurança 3, como descrito no Manual de Segurança Biológica em Laboratório da OMS2. Todas as instalações laboratoriais devem cumprir a regulamentação local e nacional. As recomendações descritas neste manual são os requisitos mínimos necessários para limitar ou reduzir os riscos de infecção em laboratórios que realizam procedimentos específicos e considerados de alto risco de disseminação de TB. Outras medidas podem ser necessárias, dependendo da avaliação de riscos específica para o local. Os laboratórios de alto risco de TB (também conhecidos como laboratórios de contenção de TB) que cumprem os requisitos mínimos de segurança biológica descritas neste capítulo são os que trabalham com grandes volumes e concentrações de organismos M. tuberculosis e que envolvem procedimentos que apresentam um risco maior de dispersão de aerossóis. Os laboratórios de risco alto de TB podem: • manipular culturas para identificar M. tuberculosis; • manipular culturas ou suspensões de bacilos de tuberculose para todos os métodos de testes de sensibilidade indirectos e testes moleculares. • os técnicos têm de abrir frascos com culturas positivas; • os técnicos têm de preparar esfregaços a partir de culturas positivas; • a extração de ADN deve ser feita a partir de culturas positivas; • manipulação de culturas para identificação e teste de sensibilidade indirecto; • descarte de recipientes quebrados com culturas; • descontaminação de culturas ou áreas onde ocorreram derramamentos.

5.2 Características medidas de necessárias

específicas e biossegurança

Assim como no laboratório de risco moderado, há dois níveis de contenção num laboratório de risco alto de TB: a CSB (contenção primária) e o próprio laboratório (contenção secundária). Num laboratório classificado como de risco alto, todos os procedimentos de manipulação de culturas viáveis de M. tuberculosis e suspensões aquosas de bacilos de TB para identificação, teste de sensibilidade indirecto e testes moleculares devem ser realizados dentro de uma CSB, num laboratório de contenção de TB. Além dos elementos de segurança necessários para um laboratório de risco moderado, um laboratório de risco alto (ou de contenção de TB) requer as seguintes melhorias adicionais. 1. Projecto do laboratório: é essencial a existência de porta dupla de entrada para criar uma antecâmara para o laboratório de contenção. Ela deve ser projectada para proporcionar uma barreira física entre a secção de contenção e as partes externas do laboratório. Além disso, também permite um fluxo de ar unidirecional para dentro do laboratório. A antecâmara

5.1 Factores que aumentam o risco de infecção Além dos riscos descritos no Capítulo 4 para laboratórios classificados como de risco moderado e dos riscos em geral mencionados nas medidas de biossegurança descritas no Capítulo 2, os laboratórios classificados como de risco alto de TB (ou de contenção) enfrentam também os seguintes desafios, que aumentam os riscos:

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

deve ter um local separado para vestuário usado e limpo. As portas da antecâmara devem fechar automaticamente e estar interligadas, de modo a que só se possa abrir uma porta de cada vez. A antecâmara poderá também contar com um painel quebrável para ser utilizado como saída de emergência. O ar pode fluir para dentro do laboratório de contenção através da antecâmara; grelhas adaptadas com pré-filtros podem ser colocadas na parte inferior das portas da antecâmara para garantir a manutenção do fluxo de ar limpo para dentro do laboratório de contenção. Deve ser instalado um painel de vidro que permita ver o laboratório de contenção a partir das áreas externas do laboratório. 2. Equipamento de protecção pessoal: cada unidade deve avaliar os riscos e decidir sobre o nível apropriado de protecção pessoal para a sua equipa. Devem ser usadas batas de protecção, que tenham frente inteiriça e sejam impermeáveis a líquidos. As batas de protecção devem ter manga comprida e punho com elástico (pelo menos 30 cm de largura) e devem ser fechadas atrás. É obrigatório usar luvas. Os profissionais devem sempre lavar as mãos antes de sair do laboratório. Protecção para a cabeça e sapatos ou sapatos especiais são medidas opcionais que podem ser adoptadas como medidas

adicionais de protecção. No entanto, as protecções usadas no laboratório de contenção de TB não devem ser usadas noutras áreas do laboratório. O equipamento de protecção respiratória pode proporcionar protecção adicional para procedimentos de alto risco - tais como a manipulação de culturas líquidas para identificação e TS - que geram aerossóis com alta concentração de partículas infecciosas. No entanto, a protecção respiratória não deve ser considerada protecção suficiente para o uso em câmaras de segurança biológicas que não funcionem adequadamente ou que não estejam certificadas. Em todo o caso, as boas técnicas microbiológicas são essenciais para minimizar o risco de infecção adquirida em laboratórios.

3. Descontaminação e descarte de resíduos: Deve existir uma autoclave disponível nas proximidades do laboratório de contenção, para permitir a esterilização de tubos e frascos contendo culturas do bacilo de TB, antes da sua remoção do laboratório para o descarte. Todos os outros resíduos infecciosos que tenham de ser removidos do laboratório de contenção para descontaminação e descarte final devem ser transportados em sacos de plástico ou recipientes selados, que obedeçam aos regulamentos locais. Qualquer material reutilizado deve ser descontaminado com um desinfectante adequado ou autoclavado, antes de ser removido do laboratório.

RECOMENDAÇÃO DO GRUPO DE PERITOS O Manual de Segurança Biológica em Laboratório, da OMS2, recomenda que os laboratórios de contenção sejam vedados, de modo a que possam ser descontaminados por fumigação. O Grupo de Peritos considera que não é essencial que o laboratório de contenção de TB tenha que ser selado para descontaminação, uma vez que as partículas infecciosas de bactérias que foram ressecadas sobre superfícies têm pouca probabilidade de aerossolização. O Grupo de Peritos, portanto, concluiu que os procedimentos de descontaminação de superfícies são suficientes para os laboratórios de contenção de TB e que a fumigação do laboratório de contenção não é obrigatória

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

6. Equipamentos de segurança Com o objetivo de eliminar ou reduzir certos riscos nos laboratórios de TB (Tabela 4), podem usar-se equipamentos de segurança. Contudo, uso desses equipamentos não é garantia de protecção, a menos que o operador seja competente e utilize técnicas adequadas. Os equipamentos também devem ser testados periodicamente para garantir um desempenho seguro. em laboratórios de risco moderado e de risco alto de TB (laboratórios de contenção de TB). Classe I • Este tipo de CSB proporciona protecção pessoal e ambiental, mas não oferece protecção dos produtos. Essa falta de protecção dos produtos pode contribuir para um aumento das taxas de contaminação, especialmente quando se prepara e inocula culturas líquidas (ver Figura I). Classe II. • A CSB classe II oferece protecção pessoal, ambiental e dos produtos e, no modelo A2, todos os tubos contaminados biologicamente estão sob pressão negativa ou estão cercados por tubos de pressão negativa (ver Figura 2). (Este é o tipo de CSB PREFERÍVEL). • As CSB classe II tipo A1 não são aconselháveis, porque os seus tubos podem vir a ficar contaminados e os seus “plenums” preenchidos com pressão positiva em relação à pressão da sala. • As CSB Classe II tipo B1 e tipo B2 devem possuir tubos rígidos de exaustão para o exterior, o que significa que o sistema de exaustão do edifício deve corresponder de forma precisa aos requisitos de fluxo de ar especificados pelo fabricante, tanto para o volume como para a pressão estática. A certificação, operação e manutenção destes tipos de CSB são, portanto, mais difíceis e, por isso, não são recomendados em quaisquer novos laboratórios de TB. As CSB devem ser equipadas com filtros HEPA, que obedeçam aos padrões internacionais (por exemplo, a norma europeia EN12469 ou a norma americana 49 NSF/ANSI, de 200820,21

6.1 Câmaras de segurança biológica Devido ao seu tamanho diminuto, aerossóis de partículas nucleadas podem ser gerados durante alguns procedimentos laboratoriais, sem o conhecimento do pessoal do laboratório, resultando na inalação de agentes infecciosos ou na contaminação cruzada de bancadas ou de materiais. As CSB são projetadas para proteger as pessoas e o ambiente contra agentes infecciosos e, dependendo da sua classificação, oferecer níveis variáveis de protecção contra a contaminação para as amostras ou culturas. O filtro HEPA, instalado no exaustor das CSB, retém de forma eficaz organismos infecciosos conhecidos e garante que apenas ar livre de micróbios seja lançado para fora da câmara. Um filtro HEPA instalado na CSB sobre a área de trabalho protege os materiais e a superfície de trabalho contra contaminações. A isso chama-se, geralmente, protecção dos produtos. Existem três classes de CSB: I, II e III (correspondendo aos padrões AS/NZS 2252.1:1994, AS/NZS 2252.2:1994, NSF/ ANSI 49 - 2008)18,19,20. De acordo com a Norma NSF/ANSI 49 – 2008, as CSB Classe II têm vários tipos (A1, A2, B1, B2); estes são usados para classificar variações nos padrões de fluxo de ar, velocidades, posição do filtro HEPA dentro da câmara, taxas de ventilação e métodos de exaustão.

6.1.1 Escolher uma câmara de segurança biológica para um laboratório de TB Os dois tipos de câmaras de segurança biológica descritos abaixo são mais adequados para uso

Para novas compras, recomenda-se as CSB Classe II tipo A2, com caixilho móvel.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Uma CSB deve ser escolhida primeiramente de acordo com o tipo de protecção necessária: protecção do produto ou protecção do pessoal contra o risco de infecção. A escolha do tipo correcto de CSB, sua instalação, uso apropriado e certificação anual são processos complexos. É altamente recomendável que o profissional responsável por esses processos seja devidamente qualificado, experiente e familiarizado com todos os aspectos das CSB. As CSB devem estar ligadas a um sistema ininterrupto de energia, para garantir o tempo necessário à conclusão de um procedimento, caso ocorra uma falha de energia. As câmaras de segurança biológica devem ser certificadas no momento da instalação, sempre que sejam deslocadas e após terem passado por manutenção ou troca de filtros; também requerem manutenção regular (anual), para garantir um funcionamento adequado. Atrasar a manutenção ou contratar pessoas não qualificadas para realizar a manutenção pode colocar os funcionários do laboratório em risco (ver secção 6.1.5.)

aerossol, que podem ter sido geradas na bancada de trabalho, para longe do técnico e para dentro do tubo de exaustão. A abertura frontal permite que os braços do operador alcancem a superfície de trabalho dentro da câmara, enquanto observa a superfície através de uma janela de vidro. A janela pode ser completamente levantada para dar acesso à área de trabalho e assim permitir a sua limpeza e servir outros propósitos. O ar da câmara é aspirado através de um filtro de ar HEPA: (a) para dentro do laboratório e depois para o exterior do edifício, através do sistema de exaustão do edifício; ou (b) para o exterior, através do sistema de exaustão do edifício; ou c) directamente para o exterior. Figura 1. Diagrama esquemático de uma câmara de segurança biológica Classe I. A – abertura frontal; B – painel frontal; C – filtro HEPA de exaustão; D – plenum de exaustão.

Ar filtrado pelo HEPA

6.1.2 Câmara de segurança biológica classe I A CSB Classe I funciona retirando o ar não filtrado da sala, através de uma abertura frontal, passando-o sobre a superfície da área de trabalho e depois descarregando esse ar através de um tubo de exaustão. A CSB Classe I oferece protecção para o profissional, mas não protege os produtos (amostras ou culturas) contra a contaminação, uma vez que o ar não esterilizado é lançado sobre a superfície de trabalho. A Figura 1 mostra um diagrama esquemático de uma CSB Classe I. O ar da sala é aspirado através da abertura frontal, a uma velocidade mínima de 0,38 m/s (NSF/ANSI).20 Passa, depois, sobre a superfície de trabalho e é lançado para fora da câmara através do tubo de exaustão. O fluxo direccional de ar movimenta as partículas de Ar da sala

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

6.1.3 Câmaras de segurança biológica Classe II tipo A2 As CSB Classe II diferem das câmaras Classe I, porque permitem que apenas ar filtrado pelo filtro HEPA (estéril) passe sobre a superfície de trabalho. A CSB Classe II tipo A2 é mostrada na Figura 2. Uma ventoinha interna aspira o ar da sala (abastecimento de ar) para dentro da câmara, através da abertura frontal e depois para dentro da grelha de entrada frontal. Depois de passar pela grelha, o abastecimento de ar é puxado para cima, através de um filtro HEPA, antes de fluir para baixo, passando sobre a superfície da bancada. À medida que o ar desce, a cerca de 6-18 cm da superfície de trabalho, divide-se de modo a que metade do volume de ar passe através da grelha de exaustão frontal e a outra metade passe através da grelha de exaustão traseira. Qualquer partícula de aerossol gerada na superfície de trabalho é imediatamente capturada nesse movimento de fluxo de ar descendente e passa através das grelhas frontais ou traseiras, proporcionando dessa forma o mais alto nível de protecção aos produtos. O ar é depois lançado, através do plenum traseiro, para dentro do espaço entre os filtros de abastecimento e de exaustão localizados no topo da câmara. Devido ao tamanho desses filtros, cerca de 60 a 70% do ar é recirculado, através do filtro HEPA de abastecimento, para a área de trabalho; os restantes 30 a 40% passam através do filtro de exaustão para dentro da sala ou para o exterior. O ar proveniente do exaustor de uma CSB Classe II tipo A2 pode ser recirculado para dentro da sala ou lançado para fora do edifício, através de uma coifa ligada a uma conduta própria; e NÂO deve ser descarregado através do sistema de exaustão do edifício. Num laboratório de contenção, onde o ar da CSB classe II é recirculado para a sala, é necessário um sistema de ventilação exclusivo e separado, para garantir um fluxo de ar unidirecional para dentro do laboratório, com 6 a 12 TAH. Recircular o ar de exaustão para a sala tem a

vantagem de diminuir os custos de energia do edifício, porque o ar refrigerado ou aquecido não está a ser passado para o ambiente externo. Figura 2. Representação esquemática de uma câmara de segurança biológica Classe II tipo A2. Ar filtrado pelo HEPA

D B Ar da sala A E

A – abertura frontal; B – painel frontal; C – filtro HEPA de exaustão; D –filtro HEPA de abastecimento; E – plenum de pressão positiva; F – plenum de pressão negativa.

6.1.4 Conexões com coifa Com as CSB Classe II tipo A2, usa-se uma conexão com coifa (ver Figura 3) com saída para o exterior. Essa coifa é ajustada à box do exaustor da câmara, aspirando o ar da câmara e expelindo-o para a tubulação que leva para o exterior. Uma pequena abertura (geralmente de 5 cm de diâmetro) é mantida entre a coifa e a box de exaustão da câmara. Essa abertura permite que o ar da sala também seja aspirado e expelido pelo sistema de exaustão. A

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

capacidade desse sistema de exaustão deve ser suficiente para captar tanto o ar da sala como o ar do exaustor da câmara. A coifa deve ser removível ou ser desenhada de modo a permitir testes de funcionamento da câmara. De modo geral, o desempenho de uma CSB com conexão a uma coifa não costuma ser afectado pelas flutuações no fluxo de ar do edifício. Uma das vantagens de se usar a conexão a uma coifa é que não são necessários ajustes na câmara e a pressão da sala será quase sempre constante. Para manter uma pressão baixa, controlada e constante dentro da sala

de contenção, é preciso um amortecedor para controlar o sistema de extracção e permitir que o fluxo de ar através da coifa seja equilibrado com a capacidade de exaustão do extractor colocado no final da conduta. Outra vantagem da conexão por coifa é que, em casos de interrupção de energia, o ar que regressa para a sala, onde a pressão baixou, irá penetrar quase exclusivamente pelas entradas de ar e pela coifa, não retirando as bactérias do filtro HEPA. Uma válvula antiretorno do ar instalada na conduta garante que o ar será insuflado para dentro através das entradas de ar limpo.

Figura 3. Representação esquemática da conexão com coifa de uma câmara de segurança biológica Classe II tipo A2 com conduta para o exterior do laboratório.

Ventoinha de extracção

Coifa

Conduta

Fluxo de ar para o interior da sala

Exaustor da CSB 6.1.5 Usar as câmaras de segurança biológica no laboratório Localização A integridade do fluxo direcional de ar é frágil e pode ser facilmente rompida por correntes de ar geradas por pessoas que se movimentem perto da CSB, por janelas abertas ou registos de abastecimento de ar e pelo abrir e fechar de portas. O ideal é que a CSB esteja bem situada, como recomendado pelo fabricante, num local afastado do tráfego e de correntes de ar que possam provocar alterações. Sempre que possível, deve haver um afastamento de 30 cm nas laterais e na parte traseira da câmara, para facilitar o acesso para manutenção. Pode

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

ser necessário um espaço de 30-35 cm acima da câmara, para medição exacta da velocidade do ar através do filtro do exaustor e para a substituição deste. Operadores Se as CSB não forem utilizadas de forma adequada, a protecção que oferecem pode diminuir consideravelmente; em alguns casos, o uso impróprio pode resultar até mesmo em maior risco para o funcionário do laboratório. Protocolos escritos, assim como um manual de biossegurança devem ser distribuídos aos operadores, que devem assinar um documento, declarando que leram e compreenderam os protocolos mencionados. Todos os indivíduos que trabalham nas CSB devem ser observados, para garantir que seguem correctamente as práticas de trabalho, antes de iniciarem a realização de testes de rotina em CSB. Os operadores devem ter o cuidado de manter a integridade do fluxo de ar proveniente da abertura frontal, quando introduzirem e retirarem os seus braços na CSB. Devem mover os braços lentamente e garantir que estejam perpendiculares à abertura frontal. O operador deve aguardar cerca de 2 minutos, após a introdução dos braços na CSB, antes de iniciar a manipulação dos materiais, para

que o fluxo de ar dentro da câmara estabilize e varra a superfície das mãos e braços do operador. O número de movimentos de entrada e saída da câmara deve ser reduzido ao mínimo, introduzindo-se previamente todo o material necessário antes de iniciar o trabalho. Disposição do material A grelha frontal de entrada da CSB classe II não deve estar bloqueada com papéis, equipamentos ou quaisquer outros itens. Recomenda-se que todo o trabalho seja realizado sobre papel absorvente embebido em desinfectante, para absorver borrifos e salpicos. Todo o material deve ser colocado o mais atrás possível na câmara - ou seja, perto da parte de trás da superfície de trabalho - sem bloquear a grelha traseira. Equipamentos geradores de aerossóis (como vórtex e centrifugadoras) devem ser colocados na parte de trás da câmara. Materiais volumosos (como recipientes ou sacos para descarte) devem ser colocados num dos lados do interior da câmara. As actividades devem ser realizadas no sentido da área limpa para a área contaminada, ao longo da superfície de trabalho. Nunca devem ser colocados papéis dentro das CSB. A câmara não deve ficar atulhada, pois isso pode afectar a eficiência do fluxo de ar (ver Figura 4).

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Figura 4. Esquema típico para o fluxo de trabalho de áreas limpas para áreas contaminadas dentro de uma CSB Classe II. Os materiais limpos são colocados no lado esquerdo da câmara; as amostras são inoculadas no centro da câmara e as pipetas contaminadas e outros materiais são colocados nos recipientes de descarte de resíduos, no lado direito da câmara. Esta disposição pode ser invertida para pessoas esquerdinas. Área limpa Área de trabalho Área contaminada

Tubos Falcon Pipetas Vórtex Copo da centrifugadora Tubos de cultura líquida

Recipiente de descarte

Grelha Protecção absorvente da superfície de trabalho

Luz ultravioleta A luz ultravioleta não é recomendada nas CSB usadas em laboratórios de TB. Chamas vivas Devem evitar-se chamas vivas dentro das CSB, uma vez que o calor afecta os padrões de fluxo de ar dentro das câmaras. Para esterilizar ansas bacteriológicas, existem microincineradores ou fornos eléctricos que são preferíveis ao uso de chamas. É preferível fazer uso de ansas e pipetas descartáveis. Derramamentos Uma cópia dos procedimentos necessários, em caso de derramamentos, deve ser afixada, lida e entendida por todos os que usam o laboratório. Se um derramamento ocorrer dentro de uma CSB, a limpeza deve ser efectuada imediatamente, enquanto a câmara continua em funcionamento. Deve usar-se um desinfectante eficaz, que deve

ser aplicado de forma a minimizar a produção de aerossóis. Todos os materiais que tenham entrado em contacto com o agente libertado devem ser desinfectados e descartados de forma apropriada. Certificação O funcionamento e a integridade operacional de cada CSB devem ser certificados, segundo os padrões nacionais ou internacionais de desempenho, no momento da sua instalação, após qualquer deslocação no laboratório e depois periodicamente (pelo menos, uma vez por ano), por técnicos qualificados, seguindo as instruções do fabricante. A avaliação da eficácia da capacidade de contenção das câmaras deve incluir testes para verificar a integridade da câmara, fugas nos filtros HEPA, perfil da velocidade do fluxo vertical, velocidade aparente, taxa de pressão negativa/ventilação, verificação do padrão do fluxo vertical, velocidade frontal,

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

pressão negativa e taxa de ventilação, padrão de fluxo de fumo, alarmes e interconexões. A velocidade do ar que flui através da abertura frontal para dentro da CSB deve atender às especificações do fabricante. Podem realizar-se testes opcionais para fugas de eletricidade, intensidade da iluminação, intensidade da luz ultravioleta e nível de ruído e de vibração. Para efectuar tais testes, é preciso contar com profissionais qualificados, com formação e competência na utilização de equipamentos especiais. O profissional deve estar bastante familiarizado e treinado em todos os aspectos das CSB. Limpeza e descontaminação da área de trabalho No final do trabalho, todos os objectos que estão dentro da CSB, inclusive equipamentos, devem ser descontaminados e retirados da câmara. As superfícies internas das CSB devem ser descontaminadas antes e depois de cada utilização. As superfícies de trabalho e as paredes internas devem ser esfregadas com um desinfectante que mate todo e qualquer microrganismo que possa ser encontrado dentro da câmara. No final do dia de trabalho, a descontaminação final de superfície deve incluir uma limpeza da superfície de trabalho, das laterais, do fundo e da parte interna do vidro. Uma segunda limpeza com água esterilizada é necessária quando for usado um desinfectante corrosivo, como, por exemplo, uma solução de hipoclorito de sódio. Recomenda-se que a câmara seja mantida a funcionar durante mais 15 minutos depois de terminado trabalho, para purificar a atmosfera interna antes de ser desligada. Descontaminação As CSB devem ser totalmente descontaminadas, inclusive plenum e filtros, antes das trocas dos filtros e antes de serem transferidas para outro local (ver norma NSF/ANSI 49 – 2008 para procedimentos e informações sobre descontaminação20). A descontaminação da CSB deve ser feita por um profissional qualificado.

Alarmes As CSB podem ser equipadas com um ou dois tipos de alarme sonoro. Alarmes no painel frontal só existem em câmaras com painel de correr. O alarme é accionado quando o operador não coloca o painel na posição correcta. Para corrigir essa situação, basta colocar o painel na posição correcta. Alarmes do fluxo de ar indicam uma deficiência no fluxo normal de ar na câmara. Isso significa que há um perigo imediato para o operador ou para o produto. Quando o alarme de fluxo de ar for accionado, o trabalho deve ser imediatamente interrompido e o supervisor do laboratório deve ser avisado. O manual de instruções do fabricante deve fornecer mais informações sobre a forma de lidar com esse tipo de alarme e essas informações devem ser incluídas na formação sobre o uso de CSB.

6.2 Centrifugadoras com copos de segurança No processo de centrifugação pode haver produção de aerossóis. Por isso, é preciso seguir rigorosamente as medidas de segurança, quando se fizer uso da centrifugadora. Durante o funcionamento, a tampa da centrifugadora deve estar hermeticamente fechada. Um largo anel de borracha não porosa assegura o fechamento hermético da tampa. A tampa não pode ser aberta antes de o rotor ter parado completamente. Deve haver disponibilidade de rotores adequados com tampas de segurança para cada encaixe. As tampas de cada um dos copos e tubos devem ser fechadas de forma correcta, antes de se pôr a centrifugadora em funcionamento. Como medida de precaução contra aerossóis, devem ser carregados e descarregados numa CSB copos individuais selados. Recomendam-se centrifugadoras refrigeradas com rotor de ângulo móvel, para processar amostras para cultura de TB. Quando se utilizar uma microcentrifugadora para extracção de ADN, é necessário um rotor de segurança com uma tampa selada; a microcentrifugadora deve ser carregada e descarregada dentro da CSB.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Deve verificar-se periodicamente se as centrifugadoras apresentam desgaste ou danos e a sua manutenção deve seguir as especificações do fabricante.

6.3 Autoclaves Nos laboratórios gerais de TB que efectuam testes de diagnóstico, a autoclave, que usa vapor saturado sob pressão, é o meio mais eficaz de esterilizar instrumentos, vidraria e soluções de meios de cultura; também é usada para descontaminação de materiais biológicos (como culturas de micobactérias). Dois factores são essenciais para o perfeito funcionamento de uma autoclave: (1) todo o ar da câmara deve ser substituído por vapor; (2) a temperatura deve atingir 121°C.

As autoclaves devem ser colocadas longe da área principal de trabalho do laboratório, porque podem ser barulhentas, são quentes e libertam vapor. Uma autoclave usada para descontaminar material infeccioso deve ter uma válvula exaustora de ar equipada com um filtro bactericida. O filtro estéril da autoclave deve consistir num cartucho de filtro com uma membrana (tamanho do poro de 0,2 µm), incorporado numa estrutura resistente à pressão; o filtro deve ser de fácil substituição. O filtro é automaticamente esterilizado durante o processo de esterilização. Em cada local onde se realizem culturas de TB DEVE existir uma autoclave, que deverá ser colocada, de preferência, dentro do laboratório de contenção de TB. As instruções do fabricante para operação e limpeza da autoclave devem ser sempre seguidas.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Tabela 4. Equipamento de segurança usado para processar amostras em laboratórios de TB, riscos potenciais e características de segurança associados Equipamento Câmara de segurança biológica Classe I Aerossóis e salpicos • Fluxo mínimo de entrada de ar (velocidade frontal) na abertura de acesso ao trabalho, de acordo com recomendações do fabricante; o ar expelido passa através do filtro HEPA. Fornece protecção ao pessoal e ao ambiente Fluxo mínimo de entrada de ar (velocidade frontal) na abertura de acesso ao trabalho, de acordo com recomendações do fabricante; o ar expelido passa através do filtro HEPA. Fornece protecção ao pessoal, ao produto e ao ambiente Não substitui uma CSB Fluxo mínimo de entrada de ar (velocidade frontal) na abertura de acesso ao trabalho, de acordo com especificações Sem filtro HEPA Proporciona protecção limitada ao pessoal Contenção de aerossóis Risco ou dano potencial Características de segurança

• Classe II Aerossóis e salpicos •

• Câmara Ventilada Aerossóis e salpicos • •

• • Centrifugadoras com Aerossóis e copos de segurança ou derramamento rotor selado Dispositivos auxiliares de Riscos de pipetagem com pipetagem a boca, como ingestão de agentes patogénicos, inalação de aerossóis produzidos pela sucção na pipeta, expulsão de líquido ou gotas da pipeta, contaminação da ponta de sucção da pipeta. •

• •

Fácil de usar Controla a contaminação da ponta de sucção da pipeta, protege o dispositivo, o operador e a linha de vácuo Podem ser esterilizados Controlam fugas através da ponta da pipeta

• •

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Equipamento

Risco ou dano potencial

Características de segurança Microincineradores protegidos por um tubo de vidro ou de cerâmica aberto numa extremidade; são aquecidos a gás ou eletricidade Uso de ansas descartáveis elimina a necessidade de uso de microincineradores Material à prova de fugas com tampa ou cobertura Duradouros Autoclaváveis Autoclaváveis Robustos, não perfuráveis Robustos Contentores primários e secundários à prova de água, para evitar derramamentos Material absorvente para evitar derramamentos Modelo aprovado Esterilização por calor eficaz

Microincineradores de Salpicos durante uso de • ansas, ansas descartáveis ansas

•

Recipientes à prova de Aerossóis, fugas para colheita e derramamentos e fugas transporte de material infeccioso, para serem esterilizados dentro do laboratório Recipientes de descarte de objectos cortantes Recipientes para transporte entre laboratórios ou instituições Lesões por picadas Libertação de microrganismos

• • • • • • •

• Autoclaves (manual ou automática) Culturas positivas esterilizadas, antes de serem removidas do laboratório • •

HEPA – ar particulado de alta eficiência; CSB – câmara de segurança biológica

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

7. Vestuário e equipamentos de protecção pessoal O vestuário e os equipamentos de protecção pessoal devem actuar como uma barreira para minimizar o risco de exposição a aerossóis, salpicos e inoculação acidental. A escolha do vestuário e do equipamento depende da natureza do trabalho realizado. O vestuário de protecção deve ser usado sempre que o técnico trabalha no laboratório (ver Box 6). Antes de sair do laboratório, deve tirar-se o vestuário de protecção e lavar as mãos. A Tabela 5 descreve, de forma sucinta, alguns equipamentos de protecção pessoal usados em laboratórios e a protecção que cada tipo oferece.

Tabela 5. Vestuário e equipamentos de protecção pessoal que devem ser usados pelos técnicos em laboratórios de tuberculose. Equipamento Batas de laboratório Risco potencial Contaminação do vestuário pessoal • Características de protecção As batas de laboratório devem ter manga comprida e fechar à frente, para cobrir o vestuário pessoal As batas devem ser usadas para actividades onde existe um baixo risco de infecção por TB As batas de protecção devem ter mangas compridas e punho com elástico (pelo menos, 30 cm de largura) As batas de protecção devem fechar atrás As batas de protecção devem cobrir o vestuário pessoal Os modelos disponíveis incluem N95 (padrão dos Estados Unidos) e FFP2 (padrão europeu); modelos de purificadores de ar de face total ou meia face Descartáveis, de látex, vinil ou nitrilo microbiologicamente aprovadas

•

Batas de protecção

Contaminação do vestuário pessoal

•

• • Protector respiratório Inalação de aerossóis •

Luvas

Contacto directo com microrganismos

•

7.1 Batas de protecção As batas de protecção devem ter manga comprida e abertura atrás. Quando o funcionário estiver de pé, a bata deve estender-se até abaixo da bancada; a bata deve cobrir totalmente o colo da pessoa, quando ela estiver sentada. As batas reutilizáveis devem ser autoclavadas,

antes de serem lavadas. As batas não devem ser levadas para casa para serem lavadas; o laboratório deve contar com serviços de lavandaria próprios ou nas proximidades. As batas devem ser trocadas, pelo menos, uma vez por semana e imediatamente após terem sido claramente contaminadas.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

As batas não devem ser usadas fora das áreas do laboratório. Deve existir um local onde as batas possam ser guardadas. Todo o pessoal do laboratório, assim como qualquer pessoa que entre no laboratório, deve usar uma bata. O vestuário de protecção de laboratório não deve ser guardado nos mesmos cacifos ou armários das roupas de uso pessoal. Deve haver batas de reserva, em caso de contaminação.

conveniente, limpo, seco e higiénico e não devem ser usados fora do laboratório. Uma vez colocado, a pessoa não deve tocar a frente do protector em nenhuma circunstância. Não puxar o protector para baixo do queixo ou para o topo da cabeça, quando falar ao telefone ou conversar. Os protectores respiratórios devem ser examinados antes de cada uso, para garantir que não existem orifícios, a não ser os existentes em volta das tiras, e que não estão danificados. (Os protectores com orifícios aumentados resultantes de material do filtro que tenha sido rasgado ou arrancado ao redor das tiras são considerados estragados). As tiras e as válvulas também devem ser verificadas. Um protetor respiratório danificado tem que ser descartado e substituído imediatamente. As máscaras cirúrgicas não são protectores respiratórios, não são certificadas como tal e não oferecem protecção significativa para o pessoal de laboratório que realiza técnicas de diagnóstico de TB produtoras de aerossóis. Elas não são feitas para proteger a pessoa contra a inalação de pequenos aerossóis infecciosos e, portanto, não devem ser usadas.

7.2 Protectores respiratórios Normalmente, não são necessários protectores respiratórios para o trabalho num laboratório de TB. Entretanto, de acordo com a avaliação de risco, eles podem ser recomendados quando se manipulam culturas dentro do laboratório de contenção da TB. Mesmo não sendo usados regularmente, deve haver disponibilidade de protectores respiratórios nos laboratórios que manipulam culturas, em caso de risco biológico acidental (como um derrame) que ocorra fora da CSB. Os protectores respiratórios devem ser incluídos como parte do kit usado para limpar derrames no laboratório. Os protectores respiratórios nunca devem ser usados como substitutos para uma câmara de segurança biológica devidamente certificada e operacional. Os protectores respiratórios N95 (padrão EUA NIOSH N95) ou FFP2 (padrão Europeu EN149:2001) devem ser usados, se forem indicados pela avaliação de risco. Tais protectores são dispositivos leves e descartáveis, que cobrem nariz e boca e filtram 94-95% das partículas que são ≥ 0,3–0,4 µm. Se forem usados protectores respiratórios no laboratório, todos os funcionários devem ser instruídos e treinados sobre o seu uso correcto, colocação ajustada e suas limitações. Os utilizadores devem, de preferência, submeterse a um teste de ajuste para garantir que não ocorrerão fugas. Os protectores respiratórios não devem ser usados por pessoas de barba. Os protectores devem ser guardados num local

7.2.1 Ajustar os protectores respiratórios Os técnicos que usam protectores respiratórios devem receber formação apropriada, devendo ser ensinados a: • segurar o protector numa mão com o encaixe nasal na ponta dos dedos, deixando as tiras que prendem na cabeça penderem livremente; • posicionar o protector respiratório por baixo do queixo com o encaixe nasal voltado para cima; colocar a tira superior em volta do topo da cabeça; puxar a tira inferior, passando-a sobre a cabeça e posicionando-a em volta do pescoço, por baixo das orelhas; • colocar as pontas dos dedos de ambas as mãos na parte superior do encaixe

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

nasal; usando as duas mãos, moldar o encaixe nasal de acordo com o formato do seu nariz, empurrando-o para dentro ao deslizar as pontas dos dedos do centro para as extremidades de ambos os lados do encaixe nasal; o uso de apenas uma das mãos pode resultar num ajuste inadequado e diminuir o desempenho do protector; usar sempre as duas mãos.

correctos (pequeno, médio ou grande) devem estar disponíveis para todos os indivíduos. As luvas devem ajustar-se da forma mais confortável possível e devem cobrir os punhos. As luvas descartáveis não devem ser nunca reutilizadas e depois de usadas devem ser descartadas juntamente com os resíduos do laboratório. Deve haver sempre uma boa reserva de luvas. As luvas não devem ser usadas fora da área do laboratório. Devem retirar-se as luvas e lavar as mãos cuidadosamente com água e sabão depois de se manipular materiais infecciosos, de trabalhar numa câmara de segurança biológica e antes de sair do laboratório.

7.2.2 Remover o protector respiratório • O técnico deve retirar as luvas e lavar completamente as mãos, antes de remover o protector respiratório. Deve segurar-se apenas nas tiras e não tocar a frente do respirador.

7.3 Luvas Devem usar-se luvas para todos os procedimentos que envolvam o contacto directo ou possam envolver contacto acidental com expectoração, sangue, fluidos corporais ou outros materiais potencialmente infecciosos. Após o uso, as luvas devem ser removidas assepticamente e as mãos devem ser lavadas cuidadosamente. As luvas contaminadas (e mãos não lavadas) podem ser fonte de infecção para outros membros da equipa do laboratório que manipulam e operam equipamentos no laboratório (como centrifugadora ou telefone). Lavar as mãos regularmente é essencial para prevenir muitos tipos de infecções adquiridas no laboratório, inclusive as causadas por agentes patogénicos veiculados por sangue. Podem usar-se luvas descartáveis de látex, de vinil sem látex (claras) ou de nitrila e os tamanhos

7.3.1 Retirar as luvas O pessoal do laboratório deve ser ensinado a retirar as luvas, seguindo os seguintes passos: 1. retirar uma das luvas puxando-a pela parte interna do punho e enrolando-a até sair da sua mão, de forma a que saia pelo avesso. Isso mantém a maior parte da contaminação na parte interna; 2. segurar a luva usada com a outra mão que está enluvada. Deslizar cuidadosamente os dedos expostos sob a parte interna do punho da mão enluvada, cuidando para não tocar a superfície contaminada da luva. Puxar a luva pelo lado do avesso, rolando-a sobre a outra luva usada, que já foi retirada, para formar uma espécie de trouxa de luvas usadas, com a parte contaminada para dentro; 3. descartar as luvas de forma apropriada e segura.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Box 6. Indicações para o uso de luvas e protectores respiratórios, de acordo com o nível de risco de laboratório de TB. Este guia resume os requisitos mínimos para o uso desse equipamento nos diferentes níveis de biossegurança em laboratórios de TB. Protectores respiratórios Geralmente, não são necessários para o trabalho em laboratórios de TB, mas o seu uso depende das avaliações dos riscos que possam ter sido realizadas a nível local ou nacional. Essas avaliações podem recomendar o seu uso em laboratórios que manipulem culturas ou realizem testes de sensibilidade dentro de um laboratório de contenção. Estes dispostivos não devem ser considerados substitutos para o trabalho realizado dentro de uma CSB. Luvas As luvas devem ser usadas quando são manuseadas amostras potencialmente infecciosas ou na manipulação de culturas que contenham bacilos da tuberculose. EPP Protectores respiratórios Máscaras cirúrgicas Luvas Baixo risco de TB Não obrigatório Risco médio de TB Não obrigatório Risco alto de TB (laboratório de contenção) Pode ser necessário de acordo com uma avaliação de risco

Não oferecem protecção ao utilizador contra inalação de aerossóis infecciosos e não devem, portanto, ser usadas como protecção respiratória. Exigido Exigido Exigido

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

8. Planos de preparação e resposta a emergências Um plano escrito de resposta a emergências relacionadas com incidentes e acidentes em laboratório é uma necessidade em qualquer serviço que trabalhe com ou armazene isolados de M. tuberculosis. suas obrigações, como por exemplo, o responsável pela biossegurança, a equipa de segurança biológica, autoridade sanitária local, médicos, microbiologistas, veterinários, epidemiologistas e serviços de polícia e de bombeiros 5. instituições para tratamento e seguimento que possam receber pessoas expostas ou infectadas 6. transporte de pessoas expostas ou infectadas 7. o modo como serão fornecidos os equipamentos de emergência, tais como vestuário de protecção, desinfectantes, kits para derramamentos químicos e biológicos, equipamento de descontaminação e suprimentos.

8.1 Plano de preparação emergências O plano deve oferecer operacionais para:

para

procedimentos

• respostas a desastres naturais como incêndios, cheias, sismos ou explosões • avaliação de risco biológico associada a qualquer procedimento novo ou revisto • gerir exposições e descontaminação • evacuação de emergência das pessoas presentes nas dependências • tratamento médico de urgência pessoas expostas e feridas a

8.2 Medidas de emergência para laboratórios de TB 8.2.1 Derrame de material infeccioso (fora da câmara de segurança biológica) O derrame de material infeccioso fora da CSB é considerado uma ocorrência grave. Os derrames de líquidos infecciosos geram aerossóis infecciosos. Todas as pessoas devem sair imediatamente da área afectada. O supervisor do laboratório deve ser informado do incidente imediatamente e ninguém deve entrar na sala durante, pelo menos, 1 hora, para permitir que os aerossóis sejam removidos através do sistema de ventilação do laboratório e haver tempo para que partículas mais pesadas assentem. Devem colocar-se avisos indicando que a entrada é proibida durante o procedimento de limpeza. DEVE usar-se vestuário de protecção e protectores respiratórios.

• vigilância médica de pessoas expostas a um incidente • tratamento clínico das pessoas expostas a um incidente • investigação epidemiológica • continuação das operações depois de um incidente. Durante a elaboração desse plano, deve prever-se a inclusão dos seguintes itens: 1. localização de áreas de alto risco, como por exemplo, laboratórios, áreas de armazenamento, etc. 2. identificação de pessoal e populações em risco 3. identificação de procedimentos acordo com o nível de risco de

4. identificação do pessoal responsável e

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Devem ser seguidos os seguintes procedimentos de limpeza do derrame: 1. Colocar luvas, vestuário de protecção e protetor respiratório. 2. Entrar na área afectada. 3. Cobrir o derramamento com um pano ou toalhas de papel para contê-lo. 4. Colocar um desinfectante apropriado sobre toalhas de papel e sobre a área vizinha (geralmente, a solução de hipoclorito de sódio a 5% é adequada). 5. Aplicar o desinfectante de forma concêntrica, começando pela margem externa da área do derramamento e avançando para o centro. 6. Deixar o tempo suficiente o desinfectante actuar, antes de limpar e de retirar os materiais para descarte. Se houver vidro quebrado ou quaisquer outros objetos cortantes, usar uma pá ou pedaço de papelão duro, para recolher o material e depois depositá-lo dentro de um recipiente resistente para ser descartado. 7. Colocar outros materiais contaminados num saco de lixo autoclavável para descarte. 8. Limpar e desinfectar derramamento. a área do

2. Se paredes da CSB tiverem salpicos, limpar com papel absorvente embebido em solução desinfectante. 3. Deixar a área afectada coberta com desinfectante durante 30 minutos a 1 hora. 4. Recolher cuidadosamente o material cortante e colocá-lo num recipiente resistente a perfurações, para ser descartado. 5. Quaisquer equipamentos ou materiais reutilizáveis (copos de centrifugadora) que tenham sido salpicados devem ser limpos com o mesmo desinfectante. 6. Os equipamentos eléctricos devem ser verificados cuidadosamente antes de usados; verificar a integridade dos circuitos e interruptores. 7. Recolher outros materiais contaminados e colocá-los num saco de lixo selado para descarte.

8.2.3 Quebra de tubos dentro de copos selados (copos de segurança) Usar sempre copos de centrifugadoras selados, e carregue-os e descarregue-os dentro da CSB. Se houver suspeita de quebra durante a centrifugação, os tubos quebrados devem ser colocados num recipiente resistente a perfurações e descartados imediatamente. Descontaminar as copos da centrifugadora embebendo-os em desinfectante adequado. Não usar hipoclorito de sódio para desinfectar partes metálicas por causa de seu efeito corrosivo. Como alternativa, as copos podem ser descontaminadas em autoclave.

Todas as pessoas que tenham sido expostas ao derrame devem ser encaminhadas para um médico; deve ser feito e mantido um registo do acidente.

8.2.2 Derrames infecciosos (contidos dentro de uma câmara de segurança biológica) Quando ocorre um derrame de material infeccioso dentro da uma CSB, deve iniciar-se imediatamente um procedimento de limpeza e a câmara deve continuar a funcionar. 1. Colocar um papel absorvente sobre a área do derrame e embeber com solução desinfectante.

8.3 Kit para limpeza de derrames O director do laboratório é responsável por manter kits para resposta a derrames. Devem ser preparados dois kits para derrames: um colocado fora do laboratório de contenção e outro colocado dentro do laboratório. Os kits devem incluir os itens listados abaixo.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Kit para resposta a derrame: • Solução de hipoclorito mantida em frasco opacoa (ou outro desinfectante adequado) • Protectores respiratórios (1 box) • Luvas (1 box) • Batas de laboratório (4 a 6 batas descartáveis) • Pá e escova (para remoção, se necessário) • Pastilhas de cloro (10 pastilhas) a

• Toalhas de papel • Sabão • Box para material cortante • Saco de lixo autoclavável • Óculos de protecção (2 pares) O hipoclorito em solução tem validade limitada. Para um derrame grande, é preferível preparar a solução desinfectante no momento da limpeza.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

9. Referências 1. 2. WHO handbook for guideline development. Geneva: World Health Organization, 2012. Laboratory biosafety manual, 3rd edition. Geneva: World Health Organization, 2004 (WHO/ CDS/CSR/LYO/2004.11). (Also available from http://www.who.int/csr/resources/ publications/biosafety/en/Biosafety7.pdf.) Laboratory biorisk management standard: CEN workshop agreement. Brussels, European Committee for Standardization, 2008 (CWA 15793:2008). (Also available from ftp://ftp. cenorm.be/public/CWAs/wokrshop31/CWA15793.pdf.) Styblo K. Epidemiology of tuberculosis. The Hague, Royal Netherlands Tuberculosis Association, 1991. 96:836–870.

5. Olsen AM et al. Infectiousness of tuberculosis. American Review of Respiratory Disease, 1967, 6. 7. 8. Qian Y et al. Performance of N95 respirators: reaerosolization of bacteria and solid particles. AIHA Journal, 1997, 58:876–880. Segal-Maurer S, Kalkut GE. Environmental control of tuberculosis: continuing controversy. Clinical Infectious Diseases, 1994, 19:299–308. Miller JM et al. Guidelines for safe work practices in human and animal medical diagnostic laboratories: recommendations of a CDC-convened, biosafety blue ribbon panel. MMWR Surveillance Summaries, 2012, 61(Suppl.):1-102. Rieder L et al. Priorities for tuberculosis bacteriology services in low-income countries, 2nd ed. Paris, International Union Against Tuberculosis and Lung Disease. 2007. Korea. International Journal of Tuberculosis and Lung Diseases, 2007, 11:138–142. Organization, 2008 (WHO/TB/98.258).

10. Kim SJ et al. Risk of occupational tuberculosis in national tuberculosis programme laboratories in 11. Laboratory services in tuberculosis control. Part II: microscopy. Geneva, World Health 12. Acid-fast direct smear microscopy training package. Atlanta, GA, Centers for Disease Control and Prevention, 2006 (http://wwwn.cdc.gov/dls/ila/acidfasttraining, accessed 12 October 2012).

13. Five steps to risk assessment. London, Health and Safety Executive, 2011. (Also available from http://www.hse.gov.uk/risk/expert.htm.)

16. Tuberculosis infection-control in the era of expanding VIH care and treatment:

addendum to

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

WHO guidelines for the prevention of tuberculosis in health care facilities in resource-limited settings. Geneva, World Health Organization, 1999 (Also available from http://whqlibdoc. who.int/hq/1999/WHO_TB_99.269_ADD_eng.pdf.)

18. Standards Australia International. AS/NZS2252.1:1994, Biological safety câmarats – biological safety câmarats (Class I) for personal and environment protection. Sydney, Standards Australia International, 1994.

19. Standards Australia International. AS/NZS 2252.2:1994, Biological safety câmarats – laminar flow biological safety câmarats (Class II) for personnel, environment and product protection, Sydney, Standards Australia International, 1994.

20. NSF/ANSI 49 – 2008. Biosafety câmaratry: design, construction, performance, and field certification. Ann Arbor, MI, NSF International, 2008.(Also available from http://standards. nsf.org/apps/group_public/download.php/3604/NSF_49-08e-rep-watermarked.pdf.) London, British Standards Institution,2000.

21. BS EN 12469:2000. Biotechnology: Performance criteria for microbiological safety câmarats.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Anexo 1: Participantes no encontro Grupo de Peritos Jenny Allen Medical Research Council 491 Ridge Road, Durban 4000 South Africa Heather Alexander Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Daniela Cirillo Emerging Bacterial Pathogens Unit San Raffaele del Monte Tabor Foundation (HSR) Via Olgettina 60 20132- Milan Italy Philippe Dubois Cellule d’Intervention Biologique d’Urgence Institut Pasteur 25 rue du Docteur Roux 75015 Paris France Jean Joly Centre de Santé et de Services Sociaux de la Haute-Yamaska 250 boulevard Leclerc Oeust Granby, QC J2G 1T7 Canada Scott Kreitlein CUH2A 120 Peachtree Street, NE Atlanta, GA 30303 United States of America Knut Feldmann Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Christopher Gilpin International Organization for Migration Route de Morillons Geneva 1211 Switzerland Sang Jae Kim International Union Against Tuberculosis and Lung Disease (IUATLD) 101-703 Unjeongmaul, 621 Mabukri Guseongup, Yonginsi 449-560- Kyeonggido Republic of Korea Moses Joloba National TB Reference Laboratory Ministry of Health 16041, Plot 2 Lourdel Road 7062 - Wandegeya Uganda Paul Jensen Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Shana Nesby Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America CN Paramasivan Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland John Ridderhof Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Thomas M Shinnick Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Peter van’t Erve Particle Measurement and Validation (PMV) Kuipersweg 37 3446 JA Woerden The Netherlands Funcionários da Sede da OMS May Chu, International Health Regulations Sébastien Cognat, International Health Regulations

Nicoletta Previsani, International Health Regulations Jean Iragena, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Veronique Vincent, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Karin Weyer, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Programa Especial da OMS para Investigação e Formação em Doenças Tropicais WHO (TDR) Andy Ramsay

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Anexo 2: Declarações de Interesse Nenhum declarado John Ridderhof Thomas M Shinnick Knut Feldmann CN Paramasivan Daniela Cirillo Sang Jae Kim Christopher Gilpin Moses Joloba Shanna Nesby Jenny Allen Philippe Dubois Declarado, não significativo (estatuto de observador) Jean Joly: Consultant for WHO Special Programme in Research and Training in Tropical Diseases (TDR) on syphilis in 2007. Paul Jensen: Employee of United States Centers for Disease Control and Prevention since 1987. Biosafety is a core function of his CDC role and he has published on the subject. He has never received financial or in-kind support from commercial entities involved in biosafety. Declarado, significativo (estatuto de observador) Peter van’t Erve: Employee Particle Measurement and Validation since 1989. This is a validation company for cleanrooms, laboratories, biosafety cabinets and laminar flow cabines. Scott Kreitlein: Employee at CUH2A since 2001. This is a laboratory architectural and engineering firm. Mr Kreitlein declared his involvement in the establishment of guidelines on biosafety.

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Anexo 3: Painel de revisão por pares Heather Alexander Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Pawan Angra Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Daniela Cirillo Emerging Bacterial Pathogens Unit San Raffaele del Monte Tabor Foundation (HSR), Via Olgettina 60 20132- Milan Italy Gerrit Coetzee National Tuberculosis Reference Laboratory National Health Laboratory Service P.O. Box 1038 Cnr Hospital De Karte Street Braamfontein 2000 Johannesburg South Africa Edward Desmond Mycobacteriology and Mycology Section Microbial Diseases Laboratory California Dept. of Public Health 850 Marina Bay Parkway Richmond, CA 94804 United States of America Sara Irène Eyangoh Chargé de recherche Chef de service de Mycobactériologie LNR du PNLT Centre Pasteur du Cameroun BP 1274 Yaoundé Cameroon Knut Feldmann Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Rumina Hasan Department of Pathology and Microbiology Aga Khan University Stadium Road P.O. Box 3500 Karachi, 748000 Pakistan Moses Joloba National TB Reference Laboratory Ministry of Health 16041, Plot 2 Lourdel Road 7062 - Wandegeya Uganda Satoshi Mitarai Research Institute of Tuberculosis 3-1-24 Matsuyama Kiyose-Shi 204-8533 Tokyo Japan Rick O’Brien Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Daniel Orozco Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland CN Paramasivan Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland

MANUAL DE BIOSSEGURANÇA PARA LABORATÓRIOS DA TUBERCULOSE

Elsie Van Schalkwyk African Centre for Integrated Laboratory Training (ACILT) National Health Laboratory Service National Institute for Communicable Diseases 1 Modderfontein Rd Private Bag X8 Sandringham 2131 Johannesburg South Africa Funcionários da Sede da OMS Nicoletta Previsani, International Health Regulations Magdi Samaan, International Health Regulations Jean Iragena, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Fuad Mirzayev, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Wayne van Gemert, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Christopher Gilpin, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening

Frutiger 67 bold condensed ressere a 91%

Global TB Programme World Health Organization 20 Avenue Appia, 1211-Geneva-27, Switzerland Information Resource Centre HTM/GTB: Email: tbdocs@who.int Website: www.who.int/tb

Organização Mundial da Saúde

ISBN 978 92 4 850463 1

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

VIỆN VỆ SINH DỊCH TỄ TRUNG ƯƠNG

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

VIỆN VỆ SINH DỊCH TỄ TRUNG ƯƠNG

Hiệu đính TS. Nguyễn Thanh Thủy, Khoa An toàn sinh học và Quản lý chất lượng, Viện Vệ sinh dịch tễ Trung ương TS. Nguyễn Văn Hưng, Khoa vi sinh và Labo Lao chuẩn quốc gia, Bệnh viện Phổi Trung ương

Người dịch TS. Nguyễn Thanh Thủy, Viện Vệ sinh dịch tễ Trung ương Ths. Nguyễn Thị Ngọc Hà, Viện Vệ sinh dịch tễ Trung ương Ths. Mai Thị Hiên, Viện Vệ sinh dịch tễ Trung ương Ths. Đặng Thị Kiều Oanh, Viện Vệ sinh dịch tễ Trung ương Ths. Trần Diệu Linh, Viện Vệ sinh dịch tễ Trung ương

Cuốn sách này do Tổ chức Y tế Thế giới xuất bản năm 2012 dưới tiêu đề Tuberculosis Laboratory Biosafety Manual, xuất bản lần thứ nhất. © Tổ chức Y tế thế giới 2012 [(Published by the World Health Organization in 2012 Under the title Tuberculosis laboratory biosafety manual © World Health Organization 2012 The World Health Organization has granted translation and publication rights for an edition in Vietnamese to the National Institute of Hygiene and Epidemiology, which is solely responsible for the quality and faithfulness of the Vietnamese version. In the event of any inconsistency between the English and the Vietnamese versions, the original English version shall be the binding and authentic version. Cẩm nang An toàn sinh học phòng xét nghiệm Lao © Viện Vệ sinh dịch tễ Trung ương 2015)]

Danh mục những ấn phẩm đã xuất bản của Tổ chức Y tế thế giới Cẩm nang an toàn sinh học phòng xét nghiệm lao 1. Tiêu chuẩn phòng xét nghiệm. 2. Lây nhiễm liên quan đến phòng xét nghiệm Phòng ngừa và kiểm soát. 3. Chẩn đoán bệnh lao. 4. Ngăn chặn nguy hiểm sinh học. 5. Cẩm nang Phòng xét nghiệm. 6. Hướng dẫn. I. Tổ chức Y tế thế giới. ISBN 978 92 4 150463 8 (NLM classiﬁcation: WF 220) © Tổ chức Y tế thế giới, 2012 Giữ bản quyền. Các ấn phẩm của Tổ chức Y tế thế giới có sẵn trên website của Tổ chức Y tế thế giới (www.who.int) hoặc có thể mua tại nhà xuất bản WHO, Tổ chức Y tế thế giới, 20 Avenue Appia, 1211 Geneva 27, Thụy Sỹ (điện thoại: +41 22 791 3264; fax: +41 22 791 4857; email: bookorders@who.int). Yêu cầu cho phép tái bản hoặc dịch các ấn phẩm của Tổ chức Y tế thế giới - dùng trong kinh doanh hay phân phối miễn phí - phải được gửi tới nhà xuất bản WHO thông qua website của WHO: (http://www.who.int/about/licensing/copyright_form/en/index.html). Các tư liệu trình bày trong ấn phẩm này không nhằm thể hiện bất kỳ quan điểm nào của Tổ chức Y tế thế giới liên quan đến tính pháp lý của bất kỳ quốc gia, lãnh thổ, thành phố, khu vực hoặc của cơ quan chức năng nào cũng như liên quan đến sự phân chia biên giới, ranh giới. Các đường gạch chấm trên bản đồ minh hoạ cho các đường biên giới một cách tương đối nên có thể vẫn còn những ý kiến chưa hoàn toàn đồng ý với nhận định này. Việc đề cập đến một số công ty cụ thể hay sản phẩm của nhà sản xuất nào đó không đồng nghĩa rằng Tổ chức Y tế thế giới đánh giá cao và tiến cử với sự ưu tiên hơn những công ty hay sản phẩm tương tự khác. Tất cả các sản phẩm có đăng ký độc quyền đều được phân biệt bằng viết hoa đầu tiên trong tên sản phẩm đó, trừ những trường hợp có lỗi trong ấn phẩm này. Tổ chức Y tế thế giới không bảo đảm rằng thông tin trong ấn phẩm là đầy đủ và chính xác cũng như không chịu trách nhiệm pháp lý cho bất kỳ thiệt hại nào do việc sử dụng ấn phẩm này. Thiết kế bởi nhà xuất bản GPS In tại Italia WHO/HTM/TB/2012.11

MỤC LỤC

LỜI NÓI ĐẦU NHỮNG NGƯỜI THAM GIA QUÁ TRÌNH XÂY DỰNG HƯỚNG DẪN TỪ VIẾT TẮT LỜI GIỚI THIỆU 1. ĐÁNH GIÁ NGUY CƠ VÀ PHÂN LOẠI PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO 1.1. Đánh giá nguy cơ đối với phòng xét nghiệm lao là gì? 1.2. Xác định nguy hiểm 1.3. Xác định nguy cơ 1.4. Giám sát nguy cơ và các biện pháp làm giảm nguy cơ 1.5. Giám sát sức khỏe nghề nghiệp 1.6. Phân loại các phòng xét nghiệm lao 2. CÁC BIỆN PHÁP ĐẢM BẢO AN TOÀN SINH HỌC QUAN TRỌNG CHO PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO 2.1. Hướng dẫn thực hành 2.2. Thiết bị 2.3. Thiết kế và cơ sở vật chất 2.4. Đào tạo 2.5. Xử lý chất thải 2.6. Quy trình thải bỏ các vật liệu lây nhiễm 3. PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO CÓ NGUY CƠ THẤP 3.1. Các yếu tố làm tăng nguy cơ lây nhiễm 3.2. Các đặc tính và biện pháp an toàn sinh học tối thiểu 4. PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO CÓ NGUY CƠ TRUNG BÌNH 4.1. Các yếu tố làm tăng nguy cơ lây nhiễm 4.2. Các đặc điểm cụ thể và biện pháp an toàn tối thiểu cần thiết 5. PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO CÓ NGUY CƠ CAO (PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO NGĂN CHẶN) 5.1. Các yếu tố làm tăng nguy cơ lây nhiễm

vii ix x 1 6 6 7 7 11 12 12 14 14 18 18 19 20 22 23 23 23 27 27 27 31 31

5.2. Đặc điểm và các biện pháp an toàn sinh học cần thiết 6. THIẾT BỊ AN TOÀN 6.1. Tủ an toàn sinh học 6.2. Máy ly tâm có cốc ly tâm (bucket) an toàn 6.3. Nồi hấp tiệt trùng 7. QUẦN ÁO VÀ TRANG BỊ BẢO HỘ CÁ NHÂN 7.1. Áo bảo hộ 7.2. Mặt nạ/khẩu trang 7.3. Găng tay 8. KẾ HOẠCH PHÒNG NGỪA VÀ XỬ LÝ SỰ CỐ 8.1. Kế hoạch phòng ngừa sự cố 8.2. Các quy trình xử lý sự cố cho phòng xét nghiệm lao 8.3. Bộ xử lý sự cố tràn đổ 9. TÀI LIỆU THAM KHẢO Phụ lục 1. Các đại biểu tham dự Phụ lục 2. Các công bố liên quan Phụ lục 3. Nhóm tham gia xem xét

31 33 33 39 39 42 42 43 44 46 46 46 47 49 51 53 54

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

vii

LỜI NÓI ĐẦU Tiếp theo hội thảo tư vấn kỹ thuật giữa Tổ chức Y tế thế giới (WHO) và Trung tâm Phòng chống bệnh tật Hoa Kỳ (CDC) tổ chức tại Atlanta, GA, tháng 9 năm 2008 về chiến lược, phương pháp tiếp cận và mối quan hệ đối tác có thể thực hiện nhằm tăng cường an toàn sinh học (ATSH) trên toàn thế giới, một cuộc họp Nhóm chuyên gia đã được tổ chức tại trụ sở của WHO ở Geneva, Thụy Sĩ vào tháng 4 năm 2009 để xây dựng hướng dẫn về ATSH liên quan đến các quy trình của phòng xét nghiệm chẩn đoán bệnh lao. Các thành viên của Nhóm chuyên gia đã khai báo về lợi ích liên quan. Các khai báo này đã được văn phòng Luật pháp của WHO xem xét trước cuộc họp. Mục đích của cuộc họp là đạt được sự đồng thuận về các nguyên tắc cơ bản trong thực hành PXN và thiết kế cần thiết nhằm xây dựng tiêu chuẩn tối thiểu để đảm bảo ATSH trong xét nghiệm nhuộm soi trực tiếp, nuôi cấy, xét nghiệm kháng sinh đồ (DST) và xét nghiệm sinh học phân tử tại các quốc gia và điều kiện dịch tễ học khác nhau. Cẩm nang này được xây dựng trong cuộc họp của Nhóm chuyên gia. Các khuyến nghị dựa trên việc đánh giá nguy cơ liên quan đến các quy trình kỹ thuật khác nhau được thực hiện trong các PXN lao khác nhau; cẩm nang này mô tả các yêu cầu cơ bản đối với cơ sở vật chất và thực hành, các yêu cầu này có thể được điều chỉnh cho phù hợp với quy định của địa phương hoặc quốc gia hoặc là kết quả của quá trình đánh giá nguy cơ. Đánh giá nguy cơ yêu cầu sự phán xét cẩn thận: một mặt, đánh giá thấp những nguy cơ có thể dẫn đến nhân viên PXN bị phơi nhiễm với nguy hiểm sinh học nhưng mặt khác, thực hiện các biện pháp làm giảm nguy cơ quá mức cần thiết có thể dẫn đến gánh nặng không đáng có đối với nhân viên PXN và chi phí cao hơn để xây dựng và duy trì cơ sở hạ tầng của PXN. Đánh giá nguy cơ nên cân nhắc số lượng vi khuẩn trong các vật liệu (như mẫu bệnh phẩm hoặc mẫu nuôi cấy), khả năng sống sót của vi khuẩn, khả năng tạo ra khí dung, khối lượng công việc của PXN, dịch tễ học của bệnh và sức khỏe của nhân viên PXN; đánh giá nguy cơ cũng nên cân nhắc các yếu tố khác có thể ảnh hưởng đến khả năng xảy ra hoặc hậu quả của việc phơi nhiễm với vi khuẩn lao. Đối tượng của các khuyến nghị này là giám đốc và cán bộ quản lý của các PXN và chương trình lao cũng như các kỹ thuật viên PXN, những người tiến hành xét nghiệm lao, đặc biệt trong các cơ sở có gánh nặng xét nghiệm cao nhưng nguồn lực hạn chế. Trong tài liệu này, PXN hoặc một phần của PXN tiến hành xét nghiệm lao được gọi là PXN lao.

viii

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Các khuyến nghị đặc thù cho các PXN thực hiện các quy trình chuẩn để xét nghiệm mẫu bệnh phẩm có khả năng chứa vi khuẩn lao. Đối với bất kỳ tác nhân gây bệnh và quy trình nào khác, đều có thể sử dụng một quá trình tương tự để xác định các biện pháp phòng ngừa ATSH. Cẩm nang này, kể cả những giải thích khác với cuốn Cẩm nang An toàn sinh học phòng xét nghiệm, xuất bản lần thứ 3 2, đã được Ủy ban Đánh giá các hướng dẫn của WHO phê duyệt tháng 5 năm 2012. Tài liệu mang tính chất phổ biến chứ không phải là thay thế các yêu cầu và tiêu chuẩn của các quốc gia về ATSH. Các khuyến nghị không thay thế bất kỳ quy tắc hay quy định của địa phương hoặc quốc gia. Thời gian xem xét lại: 2017

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Những người tham gia quá trình xây dựng hướng dẫn Tham gia biên soạn cuốn cẩm nang này: Christopher Gilpin (Trưởng nhóm), Jean Iragena, Fuad Mirzayev, Wayne van Gemert, Karin Weyer Tham gia nhóm Tư vấn kỹ thuật quốc tế CDC – WHO về an toàn sinh học PXN, ngày 2-4 tháng 9 năm 2008 tại Atlanta, GA, USA: May Chu, Daniela Cirillo, Philippe Dubois, Christopher Gilpin, Paul Jensen, Shanna Nesby, Nicoletta Previsani, John Ridderhof, Thomas M Shinnick, Veronique Vincent, Karin Weyer. Thành viên của Nhóm chuyên gia, tổ chức tại trụ sở chính của WHO, ngày 8-9 tháng 4 năm 2009, tại Geneva, Thụy Sĩ: Jenny Allen, May Chu, Daniela Cirillo, Sébastien Cognat, Philippe Dubois, Knut Feldmann, Christopher Gilpin, Jean Iragena, Paul Jensen, Moses Joloba, Jean Joly, Sang Jae Kim, Scott Kreitlein, Shanna Nesby, CN Paramasivan, Nicoletta Previsani, John Ridderhof, Thomas M Shinnick, Andrew Ramsay, Peter van’t Erve, Veronique Vincent, Karin Weyer. Tham gia đánh giá kỹ thuật tổ chức tại trụ sở chính của WHO, ngày 22-23 tháng 8 năm 2011, tại Geneva, Thụy Sĩ: Heather Alexander, Pawan Angra, Daniela Cirillo, Gerrit Coetzee, Edward Desmond, Maria Alice da Silva Telles, Sara Irène Eyangoh, Knut Feldmann, Christopher Gilpin, Rumina Hasan, Jean Iragena, Moses Joloba, Fuad Mirzayev, Satoshi Mitarai, Richard O’Brien, Daniel Orozco, CN Paramasivan, Nicoletta Previsani, Leen Rigouts, Thomas M Shinnick, Akos Somoskovi, Magdi Samaan, Wayne van Gemert, Elsie Van Schalkwyk. Các tác giả cũng cảm ơn sự đóng góp của các chuyên gia đã tham gia xây dựng tài liệu Cẩm nang an toàn sinh học phòng xét nghiệm, xuất bản lần thứ 3, nhiều phần trong đó đã được điều chỉnh để sử dụng cho cuốn Cẩm nang này. Việc xây dựng và xuất bản tài liệu này đã nhận được hỗ trợ tài chính từ Cơ quan phát triển quốc tế Hoa Kỳ (USAID) và Trung tâm Phòng ngừa và kiểm soát bệnh tật Hoa Kỳ.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Từ viết tắt ACH (Air exchanges per hour) AFB (Acid-fast bacilli) DST (Drug-susceptibility testing) HEPA (High-efficiency particulate air) MDR-TB (Multidrug-resistant tuberculosis) XDR-TB (Extensively drug-resistant tuberculosis) PXN ATSH Tần xuất trao đổi không khí trong một giờ Trực khuẩn kháng axít Kháng sinh đồ Bộ lọc không khí hiệu suất cao Lao đa kháng thuốc Lao siêu kháng thuốc Phòng xét nghiệm An toàn sinh học

Định nghĩa và thuật ngữ Quy trình phát sinh khí Những quy trình nguy cơ cao có thể làm tăng khả năng tạo dung ra các hạt nhỏ do các tác động cơ học trong quy trình (ví dụ như hút pipet, trộn, ly tâm mẫu) Lây truyền qua không khí Tần xuất trao đổi không khí trong một giờ (ACH) Phòng đệm (Anteroom) Kế hoạch quản lý ATSH Lây truyền của bệnh gây ra bởi sự phát tán các hạt nhỏ có chứa tác nhân gây bệnh trong không khí. Số lần thể tích không khí trong phòng được đẩy ra ngoài trong một giờ và được thay bằng không khí sạch. Một phòng nhỏ nối 2 phần của PXN (ví dụ, phòng nhỏ trước khi đi vào PXN lao). Là sự kết hợp các biện pháp kiểm soát hành chính, nguyên tắc ngăn chặn, thực hành và các quy trình PXN, thiết bị an toàn, phòng ngừa sự cố và cơ sở vật chất PXN nhằm đảm bảo an toàn cho nhân viên PXN khi làm việc với vi sinh vật gây bệnh. Các hạt có đường kính nhỏ hơn 5µm. Không khí đi ra khỏi PXN và không quay trở lại. Kỹ thuật vi sinh tốt bao gồm các kỹ thuật khử trùng và các kỹ thuật khác không được xác định một cách thống nhất cần nhưng thiết để ngăn chặn sự lây nhiễm các tác nhân từ mẫu xét nghiệm ra PXN và các tác nhân từ môi trường vào mẫu xét nghiệm.

Giọt bắn Khí thải Kỹ thuật vi sinh tốt

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Nguy hiểm Thông khí kết hợp

Yếu tố có khả năng gây hại, bất kể có khả năng hoặc không có khả năng xảy ra. Sự kết hợp của thông khí cơ học và thông khí tự nhiên (hay còn gọi là thông khí hỗn hợp). Hạt nhỏ chứa tác nhân gây bệnh lơ lửng trong không khí có khả năng gây bệnh cho người hít phải. Áo choàng PXN thường có ống tay dài và cài khuy phía trước. Nên mặc áo choàng khi tiến hành công việc có nguy cơ lây nhiễm với vi khuẩn lao ở mức độ thấp hoặc trung bình. Áo có ống tay dài, có thun co giãn ở cổ tay (độ dài thun ít nhất 30mm) và cài khuy áo ở phía sau. Nên có sẵn các cỡ khác nhau cho nhân viên PXN. Sử dụng khi tiến hành công việc có nguy cơ cao bị lây nhiễm vi khuẩn lao. Khi nhân viên PXN đứng, gấu/chân áo choàng phải thấp hơn mặt bàn làm việc; áo choàng nên phủ cả đầu gối của nhân viên xét nghiệm khi ngồi. Sử dụng các lực tự nhiên nhằm đẩy và phân phối không khí bên ngoài vào và ra khỏi PXN. Sử dụng quạt thải nhằm thải bỏ không khí từ PXN ra ngoài. Một không gian ở phần trên của tủ ATSH, tại đây một phần không khí được thải ngoài và phần còn lại được thổi xuống khu vực làm việc của tủ. Sự kết hợp giữa khả năng và hậu quả của của một sự kiện liên quan đến một nguy hiểm cụ thể. Quá trình lượng giá một hoặc nhiều nguy cơ liên quan đến một hoặc nhiều mối nguy hiểm, trong đó có tính đến sự phù hợp của các biện pháp kiểm soát hiện có; quá trình này cũng bao gồm việc quyết định xem nguy cơ có chấp nhận được hay không. Một quá trình tiêu diệt tất cả các loại vi sinh vật và bào tử. Việc đưa không khí từ bên ngoài vào bên trong tòa nhà hoặc PXN và phân phối không khí trong PXN. Về mặt ATSH, việc thông khí trong tòa nhà nhằm cung cấp không khí sạch bằng cách pha loãng không khí có khả năng chứa khí dung tạo ra trong PXN với không khí sạch bên ngoài và bằng cách duy trì tần xuất trao đổi không khí nhất định.

Khí dung lây nhiễm Áo choàng phòng xét nghiệm (loại thông thường – Laboratory Coat) Áo choàng chuyên dụng PXN (loại đặc biệt, chuyên dụng – Laboratory Gowns)

Thông khí tự nhiên Hệ thống thông khí cơ học Khoang trống

Nguy cơ Đánh giá nguy cơ

Tiệt trùng Thông khí

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

LỜI GIỚI THIỆU An toàn sinh học phòng xét nghiệm là một quá trình kết hợp các biện pháp kiểm soát hành chính, các nguyên tắc phòng ngừa, thực hành và quy trình, thiết bị an toàn, phòng ngừa sự cố và cơ sở vật chất nhằm đảm bảo an toàn cho nhân viên xét nghiệm khi làm việc với các vi sinh vật có khả năng lây nhiễm; ATSH cũng nhằm ngăn chặn lây nhiễm không mong muốn với các tác nhân gây bệnh hoặc việc vô tình làm thất thoát chúng. Cẩm nang này mô tả các biện pháp an toàn tối thiểu nên thực hiện tại các PXN lao ở các mức độ khác nhau nhằm giảm thiểu nguy cơ lây nhiễm liên quan đến PXN. Các khuyến nghị và cách tiếp cận vấn đề trong cẩm nang này không nên thay thế hướng dẫn ATSH hiện có, trong đó có các yêu cầu cụ thể đối với PXN lao và các quy trình xét nghiệm với vi khuẩn lao của một quốc gia. Lãnh đạo, quản lý PXN, chuyên gia ATSH nên sử dụng Cẩm nang này nhằm phổ biến và hướng dẫn việc thực hiện các yêu cầu tối thiểu đối với các PXN và mạng lưới PXN có tiến hành các xét nghiệm và quy trình liên quan đến vi khuẩn lao. Đánh giá nguy cơ là một cách tiếp cận nhằm thúc đẩy việc xem xét nguy cơ và xây dựng các thực hành ATSH phù hợp dựa trên việc kết hợp thống nhất giữa các quy trình xét nghiệm, trình độ của nhân viên và các cơ sở vật chất hiện có của mỗi PXN. Trong khi tốt nhất là việc đánh giá nguy cơ được tiến hành tại từng PXN thì điều này có thể không khả thi, đặc biệt trong hàng chục nghìn PXN tại các địa phương thực hiện các quy trình có nguy cơ thấp ở các quốc gia có gánh nặng lớn về bệnh lao và hạn chế về nguồn lực để hỗ trợ, giám sát. Vì vậy, Cẩm nang này cung cấp các khuyến nghị có thể áp dụng được cho mạng lưới các PXN lao, tập trung vào các quy trình kỹ thuật cụ thể như xét nghiệm nhuộm soi trực tiếp, nuôi cấy, kháng sinh đồ (DST) và xét nghiệm sinh học phân tử. Quá trình xây dựng cuốn cẩm nang an toàn sinh học này Cuốn Cẩm nang an toàn sinh học cho các phòng xét nghiệm lao được chỉnh lý từ cuốn Cẩm nang an toàn sinh học của WHO, tái bản lần 3 2. Nội dung của cuốn sách được hoàn thiện dựa trên kết quả tư vấn kĩ thuật của Tổ chức Y tế thế giới (WHO) và Trung tâm Kiểm soát và phòng ngừa bệnh tật Hoa Kì (CDC) (tháng 9 năm 2008), cuộc họp Nhóm chuyên gia của Tổ chức Y tế thế giới về ATSH vì nó liên quan đến các quy trình xét nghiệm vi khuẩn lao trong PXN (tháng 4 năm 2009) và đã đạt được sự đồng thuận của các chuyên gia góp ý độc lập từ bên ngoài (tháng 8 năm 2011). Cẩm nang này tập trung vào việc giải quyết các yêu cầu cụ thể của các chương trình chống lao và giúp cho việc thực hiện các biện pháp ATSH hiệu quả, phù hợp với các hệ thống có nhiều loại PXN lao khác nhau. Cẩm nang này nên được tham khảo cùng cuốn Cẩm nang an toàn sinh học của WHO do một số khía cạnh chung về ATSH PXN được đề cập trong cuốn sách đó như thao tác với các hóa chất nguy hiểm

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

không phải chỉ có riêng tại PXN Lao, cháy nổ và các nguy hiểm khác, vận chuyển các chất lây nhiễm và các yêu cầu về đào tạo. Cuộc họp Nhóm chuyên gia Một cuộc họp Nhóm chuyên gia đã được WHO tổ chức tại Geneva, Thụy Sỹ. Chỉ những người tham gia buổi thảo luận đầu tiên và các buổi thảo luận tiếp theo đó được mời đưa ra ý kiến. Những người được chọn tham gia Nhóm chuyên gia sẽ trình bày và cân nhắc đưa ra các hướng dẫn đặc thù cho ATSH PXN lao. Nhóm chuyên gia bao gồm chuyên gia kỹ thuật, người sử dụng, công ty sản xuất tủ ATSH và các chuyên gia về ATSH. (Các thành viên trong nhóm được liệt kê tại Phụ lục 1). Khai báo về lợi ích liên quan Các thành viên trong Nhóm chuyên gia đã hoàn thành việc khai báo về lợi ích. Kết quả trả lời của họ trong Phụ lục 2. Các thông tin này được phòng pháp chế của Tổ chức Y tế thế giới xem xét trước cuộc họp và trưởng Nhóm chuyên gia tóm tắt khi bắt đầu cuộc họp này. Đại diện của hai công ty (Peter van’t Erve và Scott Kreitlein) khai báo là sự xung đột lợi ích đáng kể nên chỉ được tham gia với vai trò quan sát viên, không tham gia xây dựng bất kỳ khuyến nghị nào trong cuốn cẩm nang này. Quá trình xem xét từ bên ngoài Một cuộc xem xét kỹ thuật từ bên ngoài đối với cuốn cẩm nang này đã được tiến hành tại trụ sở chính của Tổ chức Y tế thế giới. Tất cả các vấn đề đều được giải quyết tới mức có thể nhằm phổ biến cuốn cẩm nang này. Danh sách những người tham gia quá trình xem xét từ bên ngoài được liệt kê trong Phụ lục 3. Cơ sở và quá trình xây dựng Lý do của sự khác biệt so với các hướng dẫn trước đây được giải thích trong phần tiếp theo. Thêm vào đó, các hộp với tiêu đề “Khuyến nghị của Nhóm chuyên gia” được sử dụng để giải thích các khuyến nghị trong cuốn sách này khác với cuốn Cẩm nang An toàn sinh học phòng xét nghiệm của WHO ở chỗ nào và tại sao. Quá trình tổng hợp các bằng chứng và xây dựng hướng dẫn này được Hội đồng Xem xét các hướng dẫn của WHO xem xét và phê duyệt vào tháng 5 năm 2012. Thời gian dự tính cho lần xem xét tiếp theo là năm 2017.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Cẩm nang này khác với Cẩm nang an toàn sinh học phòng xét nghiệm, tái bản lần thứ 3 của WHO như thế nào Quy trình đánh giá nguy cơ đối với mạng lưới phòng xét nghiệm lao Cẩm nang an toàn sinh học phòng xét nghiệm của WHO2 khuyến nghị việc tiến hành đánh giá nguy cơ cho từng PXN riêng nhằm xác định các thực hành, phương pháp tiếp cận và biện pháp phòng ngừa phù hợp. Cẩm nang này khác ở chỗ các khuyến nghị cụ thể được đưa ra dựa trên các quy trình xét nghiệm chẩn đoán bệnh lao đặc thù được tiến hành ở các PXN lao thuộc các cấp độ khác nhau. Các khuyến nghị này nên sử dụng cho các PXN lao chuẩn quốc gia, PXN có nhiệm vụ quản lý mạng lưới các PXN lao khu vực hoặc quốc gia nhằm làm rõ hơn các nguy cơ liên quan đến công việc. Các khuyến nghị này cũng giúp các PXN lao tham chiếu quốc gia thực hiện các thực hành ATSH trong những điều kiện về cơ sở vật chất phù hợp và đảm bảo các nhân viên đã được đào tạo tốt tiến hành các quy trình xét nghiệm chuẩn để chẩn đoán bệnh lao. Nhiều trường hợp, tuy gánh nặng xét nghiệm lớn nhưng nguồn lực hạn chế và chương trình quốc gia không đủ chuyên môn về ATSH để thực hiện đánh giá nguy cơ riêng cho tất cả các PXN. Để giúp các chương trình trong những trường hợp này, các tác giả đã sử dụng một quy trình đã được đồng thuận và tư vấn để đánh giá các nguy cơ thường gặp trong các PXN lao để đưa ra các tiêu chuẩn tối thiểu nhằm đảm bảo các xét nghiệm lao được tiến hành một cách an toàn. Tiêu chuẩn được sử dụng để xây dựng các hướng dẫn Năm 2008, Ủy ban Tiêu chuẩn Châu Âu đã xuất bản tiêu chuẩn quản lý nguy cơ sinh học CWA 15793, trong đó nhấn mạnh các yếu tố quan trọng cần xem xét để thiết lập và triển khai thành công hệ thống quản lý nguy cơ sinh học. Tiêu chuẩn này ủng hộ việc sử dụng phương pháp tiếp cận dựa trên nguy cơ và không sử dụng phân loại tác nhân sinh học theo nhóm nguy cơ, cấp độ ATSH PXN hoặc cấp độ ngăn chặn như trong cuốn Cẩm nang An toàn sinh học của WHO. Các nguyên tắc được đề cập trong CWA 15793 được sử dụng để xây dựng cuốn cẩm nang an toàn sinh học này và đưa ra các yêu cầu tối thiểu đối với các PXN thực hiện quy trình chẩn đoán bệnh lao. Việc sử dụng phân loại vi sinh vật theo nhóm nguy cơ Cẩm nang An toàn sinh học phòng xét nghiệm khuyến nghị mỗi quốc gia cần xây dựng bảng phân loại các vi sinh vật theo nhóm nguy cơ cho khu vực hoặc quốc gia của mình. Nhóm nguy cơ của một loại tác nhân gây bệnh có thể thay đổi tùy thuộc khu vực địa lý hoặc chủng vi sinh vật do sự khác nhau về đặc điểm dịch tễ học của tác nhân gây bệnh trong cộng đồng hoặc nguy cơ lây nhiễm liên quan đến PXN. Cần phải biết là, trong một PXN, mỗi người có thể có mức độ nhạy cảm khác nhau trong việc phát triển bệnh khi họ bị nhiễm vi khuẩn lao và chỉ một số lượng nhỏ những người nhiễm vi khuẩn lao phát triển thành bệnh lao trong suốt cuộc

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

đời của họ4. Những người bị suy giảm miễn dịch, như nhiễm HIV hoặc phụ nữ có thai, có thể có nguy cơ cao bị lây nhiễm với vi khuẩn lao và cần có các biện pháp phòng ngừa bổ sung. Vì những lí do trên và theo Tiêu chuẩn CWA 15793, cẩm nang này sử dụng phương pháp tiếp cận dựa trên nguy cơ mà không áp dụng việc phân loại nhóm nguy cơ của tác nhân gây bệnh hoặc cấp độ ATSH của PXN như đã được mô tả trong cuốn Cẩm nang an toàn sinh học phòng xét nghiệm. Thiết kế cấp độ an toàn sinh học Cẩm nang An toàn sinh học phòng xét nghiệm mô tả hệ thống phân loại 4 cấp độ về ATSH. Các cấp độ ATSH dựa trên sự kết hợp của các yếu tố bao gồm thiết kế, xây dựng, cơ sở vật chất, trang thiết bị, thực hành và các quy trình xét nghiệm các tác nhân gây bệnh thuộc các nhóm nguy cơ. Thông thường có sự hiểu nhầm là một vi sinh vật thuộc nhóm nguy cơ nào đó (ví dụ nhóm nguy cơ 3) sẽ yêu cầu phải thực hiện trong PXN cấp độ ATSH tương đương (PXN ATSH cấp 3) để xét nghiệm một cách an toàn. Tuy nhiên, sẽ hợp lý hơn nếu việc xác định cấp độ ATSH cao hơn hoặc thấp hơn dựa trên quy trình xét nghiệm được thực hiện và các yếu tố khác (xem Chương 1 của cẩm nang này). Cẩm nang an toàn sinh học phòng xét nghiệm ghi rõ cấp độ ATSH được xác định dựa trên loại công việc cụ thể được thực hiệ và sự đánh giá chuyên môn dựa trên kết quả đánh giá nguy cơ thay vì việc tự động áp dụng cấp độ ATSH PXN theo nhóm nguy cơ của VSV. Cách tiếp cận trong cuốn cẩm nang này cũng dựa trên các hướng dẫn trong cuốn Cẩm

nang an toàn sinh học phòng xét nghiệm và tiếp cận bằng đánh giá nguy cơ. Vi khuẩn lao chủ yếu lây qua đường không khí. Thay vì việc chỉ định một cấp độ ATSH cụ thể cho các quy trình xét nghiệm, cuốn cẩm nang này xác định các các yêu cầu tối thiểu cần thiết nhằm giảm thiểu các nguy cơ liên quan đến việc thực hiện một quy trình cụ thể, cân nhắc các nguy cơ liên quan đến việc tạo ra khí dung, cơ sở vật chất sẵn có, trang thiết bị, thực hành và các quy trình cần thiết để hạn chế lây nhiễm. Giảm thiểu nguy cơ Sử dụng tủ an toàn sinh học Các lây nhiễm liên quan đến PXN thường do không nhận biết được việc tạo ra các hạt khí dung lây nhiễm chứa vi khuẩn lao. Đối với các phòng xét nghiệm tiến hành các xét nghiệm lao, mối nguy hiểm (hoặc nguy cơ) lớn nhất là việc tạo ra các hạt khí dung chứa vi khuẩn lao, từ đó dẫn đến lây nhiễm với vi khuẩn lao thông qua việc hít phải các hạt khí dung này, mặc dù lây nhiễm cũng có thể xảy ra thông qua việc tiêm – truyền hoặc đường tiêu hóa. Các hạt khí dung lây nhiễm có thể được tạo ra trong quá trình thao tác với các dung dịch chứa vi khuẩn lao. Sau khi lắng xuống trên bề mặt, các giọt bắn không tạo ra hạt khí dung nữa và được coi là không có khả năng lây nhiễm5,6,7. Đó là vì vi khuẩn lao thường lây nhiễm chủ yếu qua đường không khí mà không lây nhiễm qua đường tiếp xúc bề mặt8. Hai vấn đề quan trọng cần được xem xét trong quá trình đánh giá nguy cơ tạo khí dung là lượng vi khuẩn có trong vật liệu xét nghiệm và khả năng tạo ra khí dung lây nhiễm từ vật liệu đó. Đối với mẫu

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

đờm (mẫu bệnh phẩm phổ biến nhất sử dụng để phát hiện vi khuẩn lao), lượng vi khuẩn có từ 0 (trường hợp này chiếm 90% các mẫu lâm sàng) đến 103 – 104/ml trong một mẫu đờm có ít vi khuẩn, đến 106/ml trong mẫu ở mức độ 3+ 9. Trong mẫu nuôi cấy từ đờm, vi khuẩn chứa trong đó có thể nhiều hơn 108/ml. Do độ nhớt của mẫu đờm, khả năng tạo khí dung lây nhiễm trong khi thao tác thường thấp hơn nhiều so với nguy cơ tạo khí dung lây nhiễm từ dịch nuôi cấy. Do đó, nguy cơ liên quan đến việc thao tác với mẫu đờm thấp hơn đáng kể so với nguy cơ liên quan đến việc thao tác với vật liệu nuôi cấy. Cẩm nang này khác với Cẩm nang an toàn sinh học phòng xét nghiệm của WHO ở chỗ không bắt buộc sử dụng tủ ATSH khi tiến hành nhuộm soi trực tiếp. Nhóm chuyên gia thống nhất là đã có bằng chứng về lây nhiễm vi khuẩn lao là một nguy cơ đối với nhân viên PXN cũng như những người khác khi họ bị phơi

nhiễm với các hạt khí dung lây nhiễm do việc thực hiện một số quy trình xét nghiệm tạo ra. Tuy nhiên, các bằng chứng về nguy cơ liên quan đến những quy trình nhất định trong PXN lao còn rất hạn chế. Một nghiên cứu hồi cứu ở Hàn Quốc đã chỉ ra rằng nguy cơ liên quan đến lây nhiễm vi khuẩn lao đối với các kỹ thuật viên thực hiện kỹ thuật nhuộm soi trực tiếp tìm trực khuẩn kháng axít (AFB) so với cộng đồng nói chung là 1,4 (độ tin cậy 95%, 0.2-10.0) và nguy cơ đó là 21,5 đối với các kỹ thuật viên tiến hành kháng sinh đồ (DST). Nhóm chuyên gia kết luận rằng không bắt buộc phải sử dụng tủ ATSH cho kỹ thuật nhuộm soi trực tiếp. Nhóm chuyên gia kết luận rằng kỹ thuật vi sinh tốt sẽ giúp giảm thiểu nguy cơ tạo các khí dung lây nhiễm trong thao tác nhuộm soi trực tiếp, do đó các quy trình có thể được tiến hành ở bàn xét nghiệm, miễn là điều kiện thông khí được đảm bảo. Kiến nghị này phù hợp với các hướng dẫn trước đó 11, 12.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

1. Đánh giá nguy cơ và phân loại phòng xét nghiệm lao hay mẫu nuôi cấy) và sự sống sót của vi khuẩn lao;  đường lây nhiễm của vi khuẩn lao;  thao tác hoặc quy trình xét nghiệm mẫu có khả năng tạo khí dung hay không;  số lượng các thao tác đối với mỗi kỹ thuật có khả năng tạo khí dung;  khối lượng công việc của PXN và từng nhân viên PXN;  vị trí của PXN;  dịch tễ học của bệnh và số lượng bệnh nhân PXN phục vụ;  kinh nghiệm và khả năng của nhân viên PXN  tình trạng sức khỏe của nhân viên PXN (đặc biệt là nhân viên kỹ thuật dương tính với HIV). Thêm vào đó, cũng cần cân nhắc khả năng của nhân viên PXN trong việc kiểm soát nguy hiểm. Khả năng này phụ thuộc vào năng lực, trình độ kỹ thuật và thao tác thực hành vi sinh của tất cả các nhân viên PXN; tính an toàn của các thiết bị ngăn chặn; cơ sở vật chất và sự có sẵn và thực hiện đúng các quy trình chuẩn phù hợp. Hộp 1 hướng dẫn chi tiết cách tiến hành đánh giá nguy cơ theo quy trình. Bảng 1 và bảng 2 tóm tắt những vấn đề cần xem xét khi tiến hành đánh giá nguy cơ đối với PXN lao nói chung và nguy cơ liên quan đến việc thực hiện các quy trình xét nghiệm khác nhau trong PXN lao nói riêng. Nhóm chuyên gia đã cân nhắc những vấn đề này để

1.1. Đánh giá nguy cơ đối với phòng xét nghiệm lao là gì? Hệ thống phân loại 4 cấp độ ATSH (từ cấp 1 đến cấp 4) được mô tả trong cuốn Cẩm nang an toàn sinh học phòng xét nghiệm của WHO cung cấp hướng dẫn chung về các khái niệm cơ bản về ATSH nhằm xây dựng các hướng dẫn thực hành quốc gia và quốc tế. Thách thức đối với các nhà quản lý chương trình lao và các cán bộ xét nghiệm, đặc biệt đối với các cơ sở có nguồn lực hạn chế là việc phân nhóm nguy cơ và cấp độ ATSH thành các mức độ phòng ngừa cụ thể liên quan đến các hoạt động của từng quốc gia. Kết quả là việc áp dụng các cấp độ ATSH từ 1-4 đối với PXN lao đã dẫn đến sự nhầm lẫn về các biện pháp phòng ngừa cần thiết. Việc quyết định các biện pháp đảm bảo ATSH phù hợp nhất nên được tiến hành bằng cách sử dụng cách tiếp cận dựa trên đánh giá nguy cơ của các quy trình khác nhau được tiến hành trong PXN. Đánh giá nguy cơ đòi hỏi sự xem xét một cách thận trọng: một mặt, việc đánh giá thấp các nguy cơ có thể dẫn tới nguy hiểm sinh học; mặt khác, việc áp dụng các biện pháp đảm bảo an toàn trên mức cần thiết cũng có thể dẫn đến những gánh nặng không đáng có – trên cả mặt tài chính và nguồn nhân lực – đối với nhân viên PXN và nhà quản lý. Đánh giá nguy cơ đối với PXN lao cần cân nhắc:  lượng vi khuẩn trong mẫu (như đờm

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

xác định các yêu cầu về ATSH tối thiểu cần thiết để tiến hành các quy trình khác nhau trong PXN lao. Người quản lý PXN chịu trách nhiệm đảm bảo các biện pháp ATSH tối thiểu được tiến hành như đã được mô tả trong cuốn cẩm nang này và các quy trình chuẩn phù hợp, trang thiết bị và cơ sở vật chất sẵn có để hỗ trợ tiến hành công việc. Các biện pháp đảm bảo ATSH cho PXN nên được xem xét định kỳ và thay đổi khi cần thiết, đặc biệt là khi tiến hành một quy trình mới hoặc kỹ thuật mới. Để đảm bảo tiến hành công việc một cách an toàn nhất có thể, kết quả của đánh giá nguy cơ nên được sử dụng để quyết định việc kết hợp các thiết bị, trang bị bảo hộ cá nhân và thiết kế PXN phù hợp cho mỗi quy trình chuẩn được tiến hành tại PXN. 1.2. Xác định nguy hiểm Nguy hiểm là bất cứ thứ gì có thể gây hại, kể cả việc gây hại có hay không có

khả năng xảy ra. Nguy hiểm có thể là một tình trạng vật lý (ví dụ như cháy, nổ), một hoạt động (như hút pipet) hoặc một vật liệu (như khí dung chứa vi khuẩn lây nhiễm). Chỉ khi xác định rõ được các mối nguy hiểm thì mới đánh giá chính xác được các nguy cơ liên quan đến PXN và các hoạt động của nó. 1.3. Xác định nguy cơ Nguy cơ là sự kết hợp giữa khả năng xảy ra sự cố liên quan đến một mối nguy hiểm cụ thể và hậu quả của nó. Cần phải xác định, phân loại nguy cơ và quyết định nguy cơ nào cần được kiểm soát hoặc giảm thiểu. Việc phân tích nguy cơ liên quan đến khí dung như trong cẩm nang này đã được sử dụng để xây dựng các yêu cầu ATSH tối thiểu để tiến hành các quy trình khác nhau trong PXN lao.

Hộp 1. Làm thế nào để tiến hành đánh giá nguy cơ trong PXN lao Đánh giá nguy cơ là một quá trình chủ quan, yêu cầu sự cân nhắc đến các đặc tính nguy hiểm của vi sinh vật và quy trình; đôi khi, phải đánh giá dựa trên các thông tin không đầy đủ. Đánh giá nguy cơ, nói một cách đơn giản là việc đánh giá cẩn thận những gì trong công việc có khả năng gây hại cho con người; đánh giá này cho phép chúng ta cân nhắc liệu rằng các biện pháp phòng ngừa đã được áp dụng đã đáp ứng được yêu cầu chưa hoặc có cần tiến hành thêm biện pháp ngăn chặn khả năng gây hại nữa không? Nhân viên PXN và mọi người đều có quyền được bảo vệ khỏi các nguy hại gây ra do sự cố thông qua việc thực hiện các biện pháp kiểm soát phù hợp. Trong khi không có một hướng dẫn chuẩn cho việc tiến hành đánh giá nguy cơ, chúng ta có thể tiến hành theo các bước sau đây. 1. Xác định các mối nguy hiểm đang tồn tại. Các chủng vi khuẩn lao khác nhau có các mức độ nguy hiểm khác nhau đối với cá nhân và cộng đồng. Các chủng vi khuẩn lao kháng thuốc, đặc biệt là chủng đa kháng (MDR) và chủng siêu kháng thuốc (XDR) có nguy cơ cao hơn do nó rất nguy hiểm đối với người bị lây nhiễm vì các

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

biện pháp điều trị có thể còn hạn chế hoặc ít hiệu quả. PXN tiến hành xét nghiệm các chủng có nhiều khả năng kháng thuốc do việc lựa chọn bệnh nhân hoặc tình trạng dịch tễ học nên cân nhắc đến các biện pháp phòng ngừa mức độ cao hơn. 2. Xác định người có khả năng bị gây hại và cơ chế gây hại. Những nguy cơ chủ yếu của quy trình trong PXN lao liên quan đến việc phát sinh khí dung mà nhân viên PXN có thể hít phải. Khí dung liên quan đến một số quy trình nhất định và khả năng phát sinh khí dung có thể cao hơn phụ thuộc vào tần xuất thực hiện xét nghiệm hoặc khối lượng công việc, đặc tính của vật liệu có dễ tạo ra khí dung hay không (ví dụ, vật liệu dạng dịch nhày khác với rắn khô), số lượng vi khuẩn trong mẫu và khả năng tồn tại của vi khuẩn. Việc nhận biết rằng các cá nhân khác nhau trong PXN có thể có tính nhạy cảm khác nhau với vi khuẩn lao cũng rất quan trọng. Những người bị suy giảm miễn dịch do sử dụng một loại thuốc nào đó, người bị nhiễm HIV hoặc phụ nữ có thai có thể có nguy cơ lây nhiễm vi khuẩn lao cao hơn. Những người bị suy giảm miễn dịch làm việc trong PXN lao cần phải tư vấn bác sĩ chuyên về bệnh nghề nghiệp có đủ kiến thức về bệnh lao. 3. Đánh giá nguy cơ và quyết định biện pháp kiểm soát. a. Xác định cơ sở vật chất, trang thiết bị phù hợp. Quyết định cuối cùng về mức độ nguy cơ của vi khuẩn lao và về bất kỳ biện pháp phòng ngừa bổ sung nào cũng cần sự hiểu biết đầy đủ về thực hành, thiết bị an toàn và các biện pháp bảo vệ trong cơ sở. Nếu kết quả đánh giá nguy cơ cho thấy cần thay đổi biện pháp bảo vệ đặc hiệu cho mức độ nguy cơ của vi khuẩn lao, chuyên gia có kinh nghiệm về quản lý nguy cơ nên thẩm định một cách độc lập những quyết định này và cung cấp cho người quản lý PXN những thông tin liên quan và các khuyến nghị trước khi tăng cường hàng rào bảo vệ bổ sung cho PXN. b. Đánh giá sự thành thạo của nhân viên PXN về thực hành an toàn. Khả năng bảo vệ nhân viên PXN và những người có liên quan phụ thuộc hoàn toàn vào chính những người làm việc trong PXN. Trong quá trình đánh giá nguy cơ, người quản lý PXN nên đảm bảo nhân viên PXN thành thạo trong thao tác kỹ thuật khi sử dụng kỹ thuật vi sinh tốt và các thiết bị cần thiết để xử lý các chất lây nhiễm một cách an toàn và đảm bảo rằng họ sẽ duy trì được thói quen tốt trong việc thực hiện các thao tác này. Đảm bảo nhân viên có đủ năng lực, có kinh nghiệm trong thao tác với tác nhân lây nhiễm, thành thạo trong việc sử dụng các kỹ thuật khử trùng và tủ ATSH, có khả năng đáp ứng với trường hợp khẩn cấp và sẵn sàng đảm nhận trách nhiệm bảo vệ chính bản thân họ và những người khác, đảm bảo các nhân viên PXN có khả năng làm việc một cách an toàn. c. Đánh giá tình trạng các thiết bị an toàn. Người quản lý PXN nên đảm bảo các thiết bị an toàn cần thiết luôn có sẵn, được người có đủ năng lực chứng nhận chất lượng và thường xuyên được kiểm tra một cách toàn diện. Ví dụ, một tủ ATSH không được chứng nhận chất lượng có thể có nguy cơ rất cao cho người trực tiếp sử dụng và những người khác tại PXN. Hơn nữa, nhân viên PXN nên được đào tạo

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

để có thể tiến hành kiểm tra hằng ngày, đảm bảo các thiết bị trong PXN vận hành tốt. Ví dụ, cán bộ PXN nên kiểm tra xem nắp của cốc ly tâm có bị vỡ hay không, có vòng chữ O hay không hoặc vòng chữ O có bị hỏng hay không. Nên tiến hành kiểm tra tủ ATSH hằng ngày để đảm bảo không khí được hút vào tủ. 4. Ghi chép những vấn đề phát hiện được và tiến hành khắc phục. Tương tự như đối với tất cả các quy trình chuẩn, cần phải ghi chép lại những vấn đề phát hiện trong quá trình đánh giá nguy cơ và biện pháp phòng ngừa cần thiết. Kết quả đánh giá nguy cơ sẽ chỉ ra rằng các đánh giá phù hợp đã được tiến hành và sẽ xác định được những người có nguy cơ do thực hiện các quy trình cụ thể. Mặc dù không thể loại trừ hoàn toàn các mối nguy hiểm như khí dung trong PXN lao nhưng chúng ta vẫn phải tiến hành những biện pháp phòng ngừa phù hợp để hạn chế việc tạo ra khí dung ở mức thấp nhất. 5. Xem xét lại việc đánh giá và cập nhật khi cần thiết. Cần định kì xem xét lại các quy trình và thao tác thực hành có nguy cơ; việc xem xét này cần được đưa vào kế hoạch để tăng cường và đảm bảo thực hành an toàn tại PXN. Nên đánh giá lại các biện pháp phòng ngừa đang được áp dụng ít nhất là hằng năm; nên xem xét lại các biện pháp này theo kết quả đánh giá nguy cơ hoặc khi tiến hành một quy trình hay kỹ thuật mới. MDR-TB: Là bệnh lao gây ra bởi các chủng vi khuẩn lao có khả năng kháng lại với ít nhất là isoniazid và rifampicin XDR-TB: Là bệnh lao kháng đa thuốc (MDR-TB) những vi khuẩn lao cũng kháng với fluoroquinolone và ít nhất với một thuốc tiêm hàng hai (amikacin, kanamycin hoặc capreomycin). b a

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Bảng 1. Các yếu tố cần xem xét khi tiến hành đánh giá nguy cơ theo quy trình để xác định các biện pháp phòng ngừa cần thiết đối với PXN nhận mẫu xét nghiệm chẩn đoán bệnh lao Yếu tố liên quan đến tất cả các PXN lao Khả năng gây bệnh Xem xét Bệnh nhân lao không được điều trị sẽ có tỷ lệ chết từ 30 – 50%. Khoảng 30% những người tiếp xúc với bệnh nhân lao trong thời gian dài sẽ nhiễm lao. 5 – 10% người bị nhiễm lao tiến triển thành bệnh lao Hít phải các giọt bắn lây nhiễm

Đường lây nhiễm đầu tiên

Đường lây nhiễm thứ hai (không phổ biến Đường tiêu hóa hoặc bị kim tiêm đâm trong PXN) Tính bền vững Liều lây nhiễm Vi khuẩn lao có thể sống sót một thời gian trong môi trường Người hít phải khoảng 10 vi khuẩn lao;a đối với nghiên cứu trên động vật, liều lây nhiễm từ 1 đến 1000 vi khuẩn, phụ thuộc vào tính cảm nhiễm của loài

Tính cảm nhiễm của người có tình trạng 5 - 10% người có tình trạng miễn dịch miễn dịch đầy đủ trong phát triển bệnh lao đầy đủ bị nhiễm lao sẽ phát triển thành bệnh lao trong đời Tính cảm nhiễm của người có tình trạng 5 -10% những người bị suy giảm miễn miễn dịch bị suy giảm trong phát triển bệnh dịch bị nhiễm lao sẽ phát triển thành lao bệnh lao mỗi năm Nguy cơ bị bệnh lao nơi có gánh nặng cao Cao về lao Vắc xin hiệu quả Chưa có vắc xin phòng bệnh

Điều trị hiệu quả đối với các chủng nhạy Có cảm với các loại thuốc khác nhau Điều trị hiệu quả đối với các chủng kháng Có nhưng khó điều trị hơn là các chủng đa thuốc nhạy cảm Điều trị hiệu quả đối với các chủng siêu Có rất ít lựa chọn kháng thuốc MDR: lao kháng đa thuốc; XDR: lao siêu kháng thuốc. a Con số ngoại suy từ các nghiên cứu trên động vật.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Bảng 2. Các yếu tố được cân nhắc khi tiến hành đánh giá nguy cơ để xác định các biện pháp phòng ngừa cần thiết đối với các quy trình cụ thể được tiến hành trong các PXN lao ở các cấp độ khác nhau Các yếu tố thay đổi theo quy trình và loại PXN Quy trình Nhuộm soi đờm trực tiếp 1,4 (0,2 – 10,0) Xử lý mẫu để nuôi cấy 7,8 (1,7 – 34,9) Nuôi cấy, DST 22 (4,5 – 102,5)

Nguy cơ tương đối (CI 95%) nhiễm lao liên quan đến PXN của nhân viên PXN so với người không làm việc trong PXN Số lượng vi khuẩn lao trong vật liệu được thao tác Khả năng tồn tại của vi khuẩn lao

Thay đổi Không chắc chắn nhưng được cho là cao Thấp

Thay đổi Việc xử lý có thể tiêu diệt 90% số lượng vi khuẩn Trung bình

Không thay đổi: >108/ml Cao

Khả năng các thao tác trong quy trình xét nghiệm tạo ra khí dung lây nhiễm9,10 CI: khoảng tin cậy; DST: kháng sinh đồ.

Cao

Dựa trên kết quả đánh giá nguy cơ theo quy trình thường được tiến hành tại các PXN có gánh nặng xét nghiệm cao nhưng nguồn lực hạn chế, nhóm chuyên gia đã xây dựng các yêu cầu tối thiểu để đảm bảo an toàn cho nhân viên trong việc tiến hành các quy trình chẩn đoán bệnh lao khác nhau. Bất cứ khi nào có thể, các PXN nên tự tiến hành đánh giá nguy cơ để xác định các biện pháp bổ sung để bảo vệ nhân viên của họ. Các khuyến nghị được đưa ra trong tài liệu này là để phổ biến cho các nước chứ không loại bỏ hay thay thế bất kỳ nguyên tắc hoặc quy định quốc gia nào. Các yêu cầu tối thiểu cần thiết để làm giảm nguy cơ tại các PXN lao được mô tả trong chương

3, 4 và 5 của tài liệu này. 1.4 Giám sát nguy cơ và các biện pháp làm giảm nguy cơ Người quản lý PXN nên tiến hành đánh giá thường xuyên để giám sát nguy cơ và các biện pháp kiểm soát nguy cơ. Việc đánh giá có thể tiến hành bằng cách xem xét các báo cáo về hành động khắc phục được thực hiện sau khi phát hiện ra các vấn đề trước đó, điều tra kỹ lưỡng các tai nạn, sự cố và việc thực hiện các biện pháp phòng ngừa và đảm bảo có đủ nguồn lực để duy trì các mức độ kiểm soát cần thiết. Ghi chép lại quá trình đánh giá nguy cơ và xác định các biện pháp làm giảm nguy cơ là bước quan trọng, không thể thiếu để đảm bảo

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

các biện pháp ATSH đã được lựa chọn và thực hiện được cải tiến liên tục. Nên thực hiện đánh giá nguy cơ theo quy trình hoặc xem xét lại quy trình sẵn có trong các trường hợp sau:  bắt đầu công việc mới, thay đổi chương trình làm việc, thay đổi luồng công việc hoặc khối lượng công việc xây dựng mới, cải tạo PXN hoặc đưa thiết bị mới vào sử dụng thay đổi sắp xếp nhân sự (bao gồm các nhà thầu, nhân viên PXN, những người có liên quan hay yêu cầu phải bố trí chỗ ở cho khách tham quan) thay đổi quy trình xét nghiệm chuẩn hoặc thực hành (như thay đổi trong quy trình khử nhiễm, quản lý chất thải, cung cấp và sử dụng trang bị bảo hộ cá nhân, quy trình ra, vào PXN) khi xảy ra sự cố trong PXN (như tràn đổ lượng lớn) có bằng chứng hoặc nghi ngờ xảy ra lây nhiễm trong PXN xem xét lại kế hoạch xử lý sự cố và trường hợp khẩn cấp xem xét lại hệ thống quản lý (ví dụ như xem xét lại hằng năm hoặc khi cần thiết).

 

được về các trường hợp tai nạn, sự cố trong PXN để tăng cường các biện pháp phòng ngừa. Nên xem xét việc kiểm tra sức khỏe cơ bản và theo dõi sức khỏe thường xuyên đối với tất cả nhân viên trước khi tiến hành công việc trong PXN lao. Nhân viên y tế tiến hành kiểm tra sức khỏe nghề nghiệp cần có kiến thức về nguy cơ tiềm tàng đối với sức khỏe trong PXN lao và có thể gặp chuyên gia để được tư vấn khi cần thiết. Dịch vụ y tế cần luôn sẵn cho việc đánh giá, điều trị kịp thời và phù hợp. 1.6. Phân loại các PXN Lao PXN Lao có thể được phân loại thành 3 mức độ nguy cơ chính, dựa trên các hoạt động được tiến hành và các nguy cơ liên quan:    nguy cơ lao thấp nguy cơ lao trung bình nguy cơ lao cao (PXN ngăn chặn)



   

1.5. Giám sát sức khỏe nghề nghiệp Chương trình sức khỏe nghề nghiệp cần đảm bảo môi trường làm việc an toàn và lành mạnh cho người làm việc. Việc này có thể đạt được bằng cách giảm thiểu phơi nhiễm, kịp thời phát hiện và xử lý phơi nhiễm, sử dụng thông tin thu thập

Khả năng tạo ra khí dung là yếu tố quan trọng nhất cần xem xét khi xác định mức độ nguy cơ và các biện pháp giảm nhẹ hoặc kiểm soát nguy cơ. Kỹ thuật nhuộm soi đờm trực tiếp khi tiến hành với kỹ thuật vi sinh tốt sẽ ít có nguy cơ tạo khí dung lây nhiễm và quy trình này do đó có thể thực hiện ở bàn xét nghiệm thông thường với điều kiện là PXN được thông khí phù hợp. Hướng dẫn và khuyến nghị về thực hành an toàn khi tiến hành kỹ thuật nhuộm soi đờm trực tiếp được đề cập trong hướng dẫn của WHO về PXN kiểm soát bệnh lao.11, 12 Thao tác với các mẫu lỏng như quá trình khử tạp và thao tác cấy huyền dịch, làm DST hoặc thử nghiệm LPA trực tiếp có nguy cơ tạo ra khí dung cao hơn so với các kỹ thuật khác ngay cả khi áp dụng kỹ

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

thuật vi sinh tốt. Do đó, các quy trình này nên được thực hiện trong tủ ATSH. Thao tác nuôi cấy trong kỹ thuật thử nghiệm nhạy cảm thuốc gián tiếp hoặc kỹ thuật lai với mẫu dò gián tiếp là các quy trình sử dụng nồng độ vi khuẩn lớn và nguy cơ tạo khí dung cao, các kỹ thuật này

phải được thực hiện trong tủ ATSH trong PXN ngăn chặn. Các hoạt động phù hợp, đánh giá nguy cơ quy trình xét nghiệm và mức độ kiểm soát tối thiểu cần thiết cho các PXN ở các cấp độ khác nhau được thể hiện trong bảng 3.

KHUYẾN NGHỊ CỦA NHÓM CHUYÊN GIA Nhóm chuyên gia lưu ý rằng cuốn Cẩm nang an toàn sinh học phòng thí nghiệm của WHO có khuyến nghị sử dụng tủ ATSH khi thao tác với vật liệu lây nhiễm. Nhóm chuyên gia thấy rằng với việc áp dụng kỹ thuật vi sinh tốt, kỹ thuật nhuộm soi đờm trực tiếp có nguy cơ thấp tạo ra khí dung lây nhiễm và quy trình này có thể thực hiện trên bàn xét nghiệm với hệ thống thông khí phù hợp cho PXN. Khuyến nghị này phù hợp với hướng dẫn trước đó.11, 12

Việc thu thập mẫu đờm từ bệnh nhân có mối nguy hiểm tiềm tàng, không nên thực hiện tại PXN. Cần có một khu vực

tách biệt khỏi PXN, thông khí tốt để lấy mẫu đờm. Khu vực này nên ở ngoài trời.

Bảng 3. Mức độ phòng ngừa, các hoạt động liên quan đến PXN và đánh giá nguy cơ đối với PXN lao Mức độ nguy cơ của PXN Laoa Nguy cơ thấp Hoạt động trong PXN Nhuộm soi đờm trực tiếp; chuẩn bị mẫu để khuyếch đại axít nucleic tự động (như xét nghiệm Xpert MTB/ RIF) Xử lý và cô đặc mẫu để nuôi cấy; DST trực tiếp (ví dụ như lai với mẫu dò trên mẫu đờm đã được xử lý) Đánh giá nguy cơ Nguy cơ tạo ra khí dung lây nhiễm từ mẫu bệnh phẩm thấp; nồng độ các phần tử lây nhiễm thấp Nguy cơ tạo ra khí dung lây nhiễm từ mẫu bệnh phẩm ở mức trung bình; nồng độ các phần tử lây nhiễm thấp

Nguy cơ trung bình

Nguy cơ cao

Định danh từ chủng vi khuẩn, Nguy cơ tạo khí dung lây DST hoặc thử nghiệm lai với nhiễm từ mẫu bệnh phẩm mẫu dò từ chủng nuôi cấy cao; nồng độ các phần tử lây nhiễm cao

DST: Kháng sinh đồ Mức độ nguy cơ được hiểu là khả năng người làm việc trong PXN sẽ bị lây nhiễm lao do thực hiện các quy trình trong PXN a

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

2. Các biện pháp đảm bảo an toàn sinh học quan trọng cho PXN lao

Tất cả các PXN lao, bất kể thực hiện quy trình nào, cần có các biện pháp đảm bảo ATSH để giảm thiểu nguy cơ. Các biện pháp này bao gồm: 1. thực hành 2. trang thiết bị 3. thiết kế PXN và cơ sở vật chất 4. giám sát sức khỏe 5. đào tạo 6. xử lý chất thải. Tùy thuộc vào các xét nghiệm cụ thể được thực hiện và kết quả đánh giá nguy cơ theo quy trình, PXN có thể bổ sung hoặc điều chỉnh các biện pháp kiểm soát được mô tả dưới đây cho phù hợp với các mức độ nguy cơ khác nhau (xem Chương 3, 4 và 5 để biết thêm chi tiết).

2.1.1. Vào phòng xét nghiệm  Biển báo, biểu tượng quốc tế về nguy hiểm sinh học trên cửa ra vào của PXN Chỉ có người có trách nhiệm mới được phép vào khu vực làm việc của PXN Trẻ em không nên được phép vào khu vực làm việc của PXN



2.1.2. Trách nhiệm của người quản lý phòng thí ngiệm  Trách nhiệm của người quản lý PXN là đảm bảo việc xây dựng và áp dụng hệ thống quản lý ATSH, hướng dẫn vận hành/an toàn và các quy trình thực hành chuẩn. Người quản lý PXN cần đảm bảo nhân viên PXN được đào tạo và được đánh giá về kỹ năng thực hiện các quy trình khác nhau Cần phải cảnh báo nhân viên PXN về các mối nguy hiểm cụ thể, yêu cầu họ đọc hướng dẫn an toàn/vận hành cũng như tuân thủ các quy trình thực hành chuẩn. Người quản lý PXN cần đảm bảo rằng tất cả nhân viên PXN đều đã đọc cẩm nang và ký xác nhận là họ đã hiểu các hướng dẫn này. Cần phải có bản sao hướng dẫn an toàn/vận hành phiên bản mới nhất trong PXN. Phải có kế hoạch bảo dưỡng thường xuyên hệ thống nhiệt, thông khí định hướng, điều hòa để đảm bảo các hệ thống này luôn vận hành tốt.

2.1. Hướng dẫn thực hành Hướng dẫn thực hành mô tả các thực hành và quy trình trong PXN cần thiết để thực hiện kỹ thuật vi sinh tốt (nghĩa là an toàn). Người quản lý PXN nên sử dụng hướng dẫn thực hành để xây dựng các quy trình nhằm thực hiện công việc một cách an toàn. Hướng dẫn an toàn hay hướng dẫn vận hành này cũng nên xác định các mối nguy hiểm sẵn có hoặc tiềm tàng và các thao tác thực hành, quy trình cụ thể để giảm thiểu nguy cơ liên quan đến nguy hiểm đó. Các thiết bị chuyên dụng trong PXN luôn luôn đi cùng với, nhưng không thể thay thế các quy trình chuẩn và kỹ thuật vi sinh tốt Các vấn đề quan trọng nhất của hướng dẫn thực hành được đề cập dưới đây.



CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

2.1.3. Trang bị bảo hộ cá nhân  Nhân viên PXN phải mặc quần áo bảo hộ trong suốt thời gian làm việc trong PXN. Không được mặc quần áo áo bảo hộ ra ngoài khu vực PXN (như nhà ăn, văn phòng, thư viện, phòng nghỉ của nhân viên và nhà vệ sinh). Quần áo bảo hộ phải để riêng với quần áo thông thường. Quần áo bảo hộ sạch và quần áo bảo hộ đã sử dụng phải được để ở 2 khu vực khác nhau của PXN. Phải thay quần áo bảo hộ ít nhất 1 lần trong tuần, tuy nhiên không nên giặt áo choàng PXN tại nhà. Áo choàng chuyên dụng PXN (gowns) nên là loại dài tay và có thun ở cổ tay (dài ít nhất 30 mm); buộc ở phía sau lưng. Nên có sẵn các cỡ cho nhân viên PXN. Phải mặc áo choàng chuyên dụng khi làm việc ở nơi có nguy cơ cao bị lây nhiễm vi khuẩn lao trong PXN. Áo choàng PXN loại thường (coats) là loại dài tay và cài cúc phía trước. Nên có sẵn các cỡ cho nhân viên PXN. Phải đeo găng tay trong tất cả các quy trình có tiếp xúc trực tiếp hoặc có nguy cơ tiếp xúc với đờm, máu, dịch cơ thể và các vật liệu có khả năng lây nhiễm khác. Sau khi sử dụng, tháo găng tay và rửa tay đúng cách. Nhân viên PXN phải rửa tay sau khi tiếp xúc và sau quá trình làm việc với chất lây nhiễm, trước khi rời khỏi khu vực làm việc của PXN. Nhân viên PXN phải rửa tay

bằng xà phòng ít nhất 15 giây, sau đó rửa tay bằng nước sạch và lau khô tay bằng khăn giấy. Vòi nước tự động hoặc vòi nước đóng mở không cần sử dụng bàn tay sẽ tốt hơn. Tuy nhiên, ở những nơi không có loại vòi nước này, có thể lót khăn giấy để đóng vòi nước nhằm tránh nguy cơ bị dính lại chất lây nhiễm vào tay đã rửa sạch.  Không ăn uống, hút thuốc, sử dụng mỹ phẩm và đeo hoặc tháo kính áp tròng trong PXN Không được cất trữ đồ ăn, nước uống trong khu vực làm việc của PXN Không sử dụng giầy dép hở mũi chân trong PXN động trong PXN.



 Không nên sử dụng điện thoại di 2.1.4. Quy trình  Tất cả các quy trình phải được tiến hành sao cho làm giảm tối đa nguy cơ tạo ra khí dung hoặc giọt bắn (xem hộp 2). Không được miệng. hút pipet bằng



 

Không được để bất cứ vật gì vào miệng. Tất cả nhãn sử dụng trong PXN phải là loại tự dính. Hạn chế sử dụng bơm kim tiêm. Không sử dụng bơm kim tiêm để thay thế pipet. Tài liệu, hồ sơ có thể mang ra khỏi PXN phải đảm bảo không có dính chất lây nhiễm.



CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO



Tất cả vật liệu lây nhiễm, mẫu bệnh phẩm, môi trường nuôi cấy phải được khử nhiễm phù hợp trước khi thải bỏ hoặc làm sạch để tái sử dụng. Tất cả các tai nạn, sự cố tràn đổ, phơi nhiễm với vật liệu lây nhiễm phải được báo cáo người quản lý PXN. Hồ sơ sự cố và hành động khắc phục phải được lưu giữ phù hợp. Phải xây dựng quy trình chuẩn để xử lý tai nạn, sự cố tràn đổ. Các quy trình này phải có sẵn trong PXN. Việc đào tạo thực hành xử lý sự cố phải được thực hiện ít nhất 1 năm 1 lần để đảm bảo các quy trình này được phổ biến đến

nhân viên và nhân viên biết cách xử lý khi có sự cố xảy ra.  Việc đóng gói, vận chuyển mẫu bệnh phẩm phải tuân thủ theo quy định quốc gia hoặc quốc tế. Các quy trình thực hành chuẩn phải được xây dựng và nhân viên PXN phải được đào tạo để có khả năng thực hiện quy trình. Hướng dẫn thực hiện các quy trình phải có sẵn ở các khu vực khác nhau của PXN. Quy trình nên được xem xét lại hằng năm. Quy trình thực hành chuẩn nên bao gồm quy trình đánh giá nguy cơ chi tiết, phải xác định và thực hiện các biện pháp để kiểm soát và giảm thiểu nguy cơ.



CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Hộp 2. Làm thể nào để giảm thiểu phát sinh khí dung Sử dụng các biện pháp kiểm soát kỹ thuật (như tủ ATSH, thông khí PXN) và trang bị bảo hộ cá nhân (như trang bị bảo vệ đường hô hấp) có thể giúp ngăn ngừa lây nhiễm lao thông qua việc hít phải các hạt khí dung. Tuy nhiên, điều quan trọng nhất cần xem xét để giảm nguy cơ lây nhiễm lao trong PXN là giảm thiểu việc tạo ra các hạt khí dung. Một số thao tác thực hành để giảm thiểu việc tạo ra khí dung phù hợp với tất cả các PXN lao, trong khi đó một số thao tác khác lại chỉ có tác dụng với PXN nguy cơ trung bình và nguy cơ cao. Đối với tất cả các PXN  Trong quy trình phết lam, nên sử dụng que cấy bằng gỗ hoặc que cấy dùng 1 lần thay bằng que cấy sử dụng nhiều lần, phải hơ trên ngọn lửa để tiệt trùng  Nếu dùng que cấy sử dụng nhiều lần, phải đốt que cấy trong đèn đốt điện kín hoặc đèn Bunsen. Que cấy sử dụng nhiều lần nên được làm sạch bằng cồn trước khi tiệt trùng  Khi phết lam sử dụng que cấy, nên di chuyển que cấy chậm và nhẹ nhàng để ngăn ngừa việc tạo ra khí dung.  Không di chuyển hoặc cố định bằng nhiệt cho đến khi lam đã khô hoàn toàn. Đối với các PXN nguy cơ trung bình và nguy cơ cao  Không bơm nhanh dung dịch lây nhiễm ra khỏi pipet.  Không bơm không khí từ pipet vào dung dịch có khả năng lây nhiễm.  Khi sử dụng pipet để thêm hóa chất vào ống chứa dung dịch có khả năng lây nhiễm, để pipet chạm vào thành trong của ống và đẩy dung dịch trong pipet một cách từ từ.  Luôn tránh việc làm vỡ bóng khí hoặc màng dung dịch trong ống nuôi cấy mở nắp. Điều này có thể tránh được bằng cách đậy nắp lại, gõ nhẹ lên miệng ống, để ống nghiêng sang một bên và để cho khí dung tạo ra lắng xuống trước khi mở nắp.  Khi ly tâm ống chứa mẫu hoặc ống nuôi cấy, phải thực hiện trong cốc ly tâm an toàn hoặc cốc ly tâm kín để ngăn chặn việc giải phóng khí dung vào máy ly tâm và PXN. Luôn luôn mở nắp cốc ly tâm an toàn hoặc cốc ly tâm kín trong tủ ATSH.  Khi ly tâm, trộn, lắc ống chứa mẫu hoặc ống chứa dung dịch, để yên ống chứa bên trong tủ ATSH ít nhất 10 phút để các hạt khí dung lắng xuống trước khi mở nắp.  Không bao giờ trộn dung dịch trong ống chứa mở nắp; luôn luôn đảm bảo ống được đậy nắp kín hoàn toàn trước khi lắc, trộn. Không trộn ống có nút bông hoặc nút cao su.  Không trộn hoặc khuấy vật liệu lây nhiễm bằng cách dùng pipet để hút và bơm dung dịch.  Để yên ống sau khi trộn trong 10 – 15 phút để giảm thiểu phát tán khí dung, đặc biệt trong trường hợp ống chứa vi khuẩn lao ở nồng độ cao.  Đảm bảo rằng khi đổ chất lỏng, ống được giữ ở một góc sao cho dung dịch chảy xuống theo thành của ống để làm giảm sự phát sinh giọt bắn.  Chỉ cắm đầu côn vào ống nghiệm, KHÔNG BAO GIỜ cho quá cả phần thân pipet vào ống nghiệm.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

2.1.5. Khu vực làm việc PXN nên được chia thành khu vực “sạch” và khu vực “có khả năng lây nhiễm”, trong đó khu vực sạch là khu vực làm công việc hành chính và chuẩn bị cho thí nghiệm. Người quản lý PXN phải kiểm soát việc ra, vào khu vực sạch và khu vực lây nhiễm. PXN nên gọn gàng, sạch sẽ và không cất giữ các vật liệu hoặc thiết bị không được sử dụng cho công việc hằng ngày. Các vật liệu hoặc thiết bị không được sử dụng hoặc không cần cho công việc phải được đưa ra khỏi khu vực làm việc. Bề mặt làm việc phải được khử nhiễm sau khi tràn đổ dung dịch có khả năng lây nhiễm và khi kết thúc công việc (xem phần về tràn đổ ở Chương 8 để biết thêm chi tiết)

Ngoài các thiết bị cụ thể cần thiết cho các PXN ở các mức độ nguy cơ khác nhau (được mô tả trong Chương 3, 4 và 5), thông tin cụ thể hơn về tủ ATSH được đề cập trong Chương 6 và thông tin về các thiết bị an toàn khác được đề cập trong chương 7. Đối với PXN có nguy cơ lây nhiễm ở mức độ trung bình và cao, tủ ATSH tạo ra hàng rào bảo vệ đầu tiên để bảo vệ người làm việc tránh khỏi các hạt khí dung tạo ra trong các quy trình thí nghiệm.

2.3. Thiết kế và cơ sở vật chất Thiết kế và xây dựng PXN đúng góp phần bảo vệ tất cả nhân viên PXN và tạo ra hàng rào bảo vệ cộng đồng khỏi các hạt khí dung chứa vi khuẩn lao có thể phát sinh trong PXN. Đặc điểm cụ thể của PXN, bao gồm các khu vực riêng biệt của PXN và hệ thống thông khí, là biện pháp ngăn chặn thứ hai. Hàng rào bảo vệ thứ hai được khuyến nghị phụ thuộc vào các quy trình được thực hiện và nguy cơ liên quan đến các quy trình này. Tại PXN nguy cơ thấp, hàng rào bảo vệ thứ hai bao gồm việc tách biệt khu vực làm việc của PXN với khu vực công cộng, đảm bảo xử lý chất thải đúng và có bồn rửa tay. Trong PXN lao nguy cơ cao, phòng đệm ngăn cách PXN khỏi khu vực công cộng là hàng rào bảo vệ bổ sung thứ hai. Người quản lý PXN có trách nhiệm đảm bảo cơ sở vật chất phù hợp với chức năng và mức độ nguy cơ của PXN. Khi thiết kế PXN lao, đặc biệt cần chú ý đến một số vấn đề về an toàn thường gặp như việc sử dụng các bề mặt có khả năng thấm nước, tình trạng quá tải trong

2.2. Thiết bị Nên lựa chọn các thiết bị để phù hợp với nguyên tắc chung như sau:  được thiết kế để ngăn chặn hoặc hạn chế tiếp xúc giữa người vận hành và vật liệu lây nhiễm được chế tạo bằng vật liệu không thấm nước và chịu được hóa chất ăn mòn bề mặt bằng phẳng, không có cạnh sắc và bộ phận chuyển động không được bảo vệ được thiết kế, chế tạo và lắp đặt sao cho có thể vận hành một cách đơn giản và dễ dàng bảo dưỡng, làm sạch, khử trùng và hiệu chuẩn; nếu có thể, tránh sử dụng thủy tinh hoặc các vật liệu dễ vỡ khác.



CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

khu vực làm việc, khả năng những người không được phép vẫn vào PXN, luồng di chuyển của nhân viên và bệnh nhân gần hoặc bên trong PXN và quy trình làm việc được thiết kế không hợp lý. Khuyến nghị về đặc điểm thiết kế cơ bản của PXN Lao bao gồm:   Có hệ thống thông khí phù hợp và dòng khí định hướng Phải có đủ không gian để thực hiện công việc một cách an toàn và để vệ sinh, bảo dưỡng Tường, trần, sàn PXN phẳng và dễ làm sạch. Sàn PXN phải chống trơn trượt. Bàn xét nghiệm nên là loại không thấm nước, chịu được các loại hóa chất và chất khử trùng thường sử dụng trong PXN. Bàn xét nghiệm cũng nên là loại chịu nhiệt phù hợp. Cường độ ánh sáng phù hợp cho tất cả các hoạt động trong PXN. Nên tránh ánh sáng phản chiếu và ánh sáng chói. Không được sử dụng rèm cửa. Nội thất PXN nên chắc chắn. Nội thất nên được làm bằng chất liệu không thấm nước và có thể khử nhiễm được một cách dễ dàng. Không nên sử dụng đồ nội thất được bọc vải. Không gian dưới gầm và giữa các thiết bị như bàn, tủ và các thiết bị khác thuận tiện cho việc vệ sinh. Có đủ chỗ làm kho lưu trữ các đồ vật được sử dụng hàng ngày, tránh việc để lộn xộn trên mặt bàn xét nghiệm và hành lang bên

ngoài PXN. Nên có kho để lưu trữ lâu dài các loại vật liệu ở vị trí thuận lợi bên ngoài khu vực làm việc.  Nên có khu vực để chuẩn bị, xử lý và bảo quản axít, thuốc nhuộm và dung môi một cách an toàn. Chỗ để quần áo và đồ dùng cá nhân nên bố trí bên ngoài khu vực làm việc. Khu vực ăn uống, nghỉ ngơi nên được bố trí bên ngoài khu vực làm việc. Bồn rửa tay với xà phòng nên được bố trí tại mỗi phòng của PXN, tốt nhất là gần cửa để đi ra khỏi PXN. Nên sử dụng vòi nước tự động hoặc đóng mở không phải dùng bàn tay. Nên có khăn giấy ở gần bồn rửa tay. Cửa PXN nên có ô kính trong và có khả năng chống cháy phù hợp. Cửa nên là loại tự đóng. Cần có nguồn cấp điện ổn định và phù hợp.



2.4. Đào tạo Sai sót của con người và yếu kém về mặt kỹ thuật có thể ảnh hưởng đến an toàn cho người làm việc. Nhân viên PXN cần có đủ thông tin, năng lực và ý thức về an toàn để phòng ngừa lây nhiễm liên quan đến PXN, các tai nạn và sự cố. Tất cả nhân viên nên được đào tạo về an toàn. Việc đào tạo này bao gồm việc xem xét các hướng dẫn, thực hành và các quy trình liên quan trong hướng dẫn an toàn. Người quản lý PXN nên đảm bảo rằng nhân viên của PXN được đào tạo và được đánh giá kỹ năng thực hiện



CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

các quy trình khác nhau. Đào tạo luôn phải bao gồm các hướng dẫn về thực hành an toàn cần tuân thủ để tránh hoặc làm giảm nguy cơ lây nhiễm qua đường hô hấp, tiêu hóa và vết thương. Đào tạo cũng nên bao gồm các thông tin về cách khử nhiễm và xử lý vật liệu lây nhiễm một cách phù hợp.

PXN một cách hiệu quả, cho dù chất thải đó đã được khử nhiễm hay chưa. Việc đốt chất thải lây nhiễm là biện pháp thay thế cho nồi hấp tiệt trùng chỉ khi người quản lý PXN có thể đảm bảo thực hiện quy trình đốt đúng.

2.5.1 Thiêu hủy Để thiêu hủy chất thải nguy hại đúng cách, phải có một thiết bị kiểm soát nhiệt độ hiệu quả và một buồng đốt thứ cấp. Nhiều loại lò đốt, đặc biệt những loại chỉ có một buồng đốt duy nhất, không đáp ứng yêu cầu để xử lý vật liệu lây nhiễm hoặc vật liệu làm bằng nhựa. Nếu sử dụng loại này, các loại vật liệu có thể không được thiêu hủy hoàn toàn và khí thoát ra có thể phát tán các vi sinh vật, các hóa chất độc hại và khói ra môi trường. Tuy nhiên, có nhiều cấu hình buồng đốt đạt yêu cầu. Lý tưởng nhất là nhiệt độ trong buồng sơ cấp phải đạt ít nhất là 800 độ C và trong buồng thứ cấp là 1000 độ C. Để đạt được nhiệt độ cần thiết, các lò đốt phải được thiết kế, vận hành và bảo dưỡng phù hợp. Vật liệu cần thiêu hủy, thậm chí ngay cả khi vật liệu đó đã được khử nhiễm, nên vận chuyển tới nơi thiêu hủy trong các túi, tốt nhất là túi nhựa. Người thực hiện cần được hướng dẫn phù hợp về việc cho rác vào lò đốt và kiểm soát nhiệt độ của lò đốt. Hoạt động hiệu quả của lò đốt phụ thuộc vào việc kết hợp đúng các loại vật liệu được đốt. Có những lo ngại về khả năng tác động xấu đến môi trường của lò đốt và có những nỗ lực không ngừng để chế tạo các loại lò đốt thân thiện hơn với môi trường và tiết kiệm năng lượng. Nồi hấp tiệt trùng là một lựa chọn thay thế cho các lò đốt.

2.5. Xử lý chất thải Quy trình quản lý chất thải phải tuân thủ tất cả các yêu cầu, quy định của địa phương hoặc quốc gia. Chất thải là bất cứ thứ gì cần loại bỏ. Nguyên tắc quan trọng để giảm nguy cơ từ chất thải là tất cả các vật liệu lây nhiễm nên được khử nhiễm, đốt, chuẩn bị để chôn lấp hoặc hấp tiệt trùng. Nên sử dụng túi đựng để phân loại chất thải. Hầu hết đồ thủy tinh, dụng cụ và quần áo PXN sẽ được tái sử dụng lại hoặc tái chế. Những câu hỏi chủ yếu cần đặt ra trước khi loại bỏ bất kỳ vật liệu hoặc đồ vật nào khỏi PXN là:  Các đồ vật hoặc vật liệu đã được khử nhiễm hiệu quả bằng quy trình phù hợp chưa? Nếu chưa được khử nhiễm thì chất thải đã được cho vào túi, thùng kín để chuyển tới nơi đốt hoặc hấp tiệt trùng chưa? Việc xử lý các vật liệu đã khử nhiễm có bất kỳ mối nguy hiểm hay nguy cơ tiềm tàng nào nữa về sinh học hoặc vấn đề khác đối với người thực hiện quy trình xử lý hoặc người có khả năng tiếp xúc với các vật liệu này bên ngoài cơ sở PXN?



Đốt là phương pháp tiêu hủy chất thải

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

2.5.2. Hấp tiệt trùng Nên sử dụng các nồi hấp riêng để tiệt trùng dung dịch hoặc đồ thủy tinh (vật liệu sạch) và tiệt trùng vật liệu lây nhiễm. Các loại vật liệu sau đây phù hợp với việc hấp tiệt trùng:  Dụng cụ, thủy tinh, môi trường nuôi cấy hoặc dung dịch được tiệt trùng để sử dụng trong PXN chẩn đoán bệnh lao nói chung; Xử lý chất thải trong kỹ thuật nuôi cấy vi khuẩn lao Tất cả các vật liệu lây nhiễm phát sinh từ PXN lao ngăn chặn, PXN tiến hành nuôi cấy vi khuẩn lao.

nuốt phải phenol có thể gây độc. Do có tính độc và do có mùi khó chịu nên các dẫn xuất khác của phenol thường được sử dụng để thay thế phenol. Dung dịch phenol được sử dụng để khử nhiễm thiết bị và các dụng cụ sử dụng một lần trước khi thải bỏ. Hợp chất chứa clo Hợp chất chứa clo được sử dụng phổ biến. Dung dịch Sodium hypochlorite (bleach) chứa hàm lượng clo hoạt tính là 50 g/l, do đó nên được pha loãng tới 1:50 hoặc 1:10 trong nước để đạt nồng độ cuối cùng là 1 g/l hoặc 5 g/l. Dung dịch khử nhiễm chứa clo kể cả dạng hóa chất gốc hay dạng được pha loãng đều phải được bảo quản trong các khu vực có thông khí tốt, tối, tránh ánh sáng. Trong điều kiện bảo quản tốt, dung dịch với nồng độ 50 g/l có thể được sử dụng đến 3 tháng; dung dịch pha loãng nên được chuẩn bị hàng ngày. Dung dịch bleach có thể được sử dụng với mục đích khử trùng nói chung và để ngâm các vật liệu phi kim; bởi vì chúng có tính kiềm cao và có thể ăn mòn kim loại. Cồn Alcohol, ethanol (ethanol biến tính, methylated spirits) hoặc isopropyl alcohol được sử dụng ở nồng độ 70%. Cồn là hợp chất dễ bay hơi và dễ cháy, phải giữ tránh xa ngọn lửa hở. Dung dịch cồn nên được bảo quản trong các vật chứa phù hợp, tránh bay hơi. Bình chứa cồn phải được dán nhãn rõ ràng để không được mang nhầm đi hấp tiệt trùng. Dung dịch cồn 70% có thể được sử dụng để khử nhiễm bàn làm việc hoặc tủ ATSH của PXN. Một ưu điểm lớn của

 

Mỗi lần vận hành nồi hấp tiệt trùng, cần ghi chép thời gian, nhiệt độ và áp suất để theo dõi hoạt động của nồi hấp tiệt trùng có tốt hay không. Nên thường xuyên sử dụng chỉ thị sinh học để xác nhận khả năng tiệt trùng của nồi hấp.

2.5.3. Khử trùng Khả năng tiêu diệt vi sinh vật của chất khử trùng phụ thuộc vào số lượng sinh vật, nồng độ chất khử trùng, thời gian tiếp xúc và sự có mặt của các chất hữu cơ. Các loại hóa chất khử trùng được khuyến nghị là phù hợp cho PXN lao bao gồm hợp chất chứa phenol, hợp chất chứa clo và cồn. Chúng thường được lựa chọn phụ thuộc vào loại vật liệu cần khử nhiễm. Phenol Phenol nên được sử dụng ở nồng độ 5% trong nước. Tuy nhiên, việc hít phải hoặc tiếp xúc da với phenol có thể gây kích ứng nặng cho da, mắt và niêm mạc. Việc

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

cồn là nó không để lại tồn dư nào trên các vật dụng được khử nhiễm. Khi tay bị nhiễm bẩn, khử trùng bằng cồn, sau đó rửa tay bằng xà phòng và nước sạch là có hiệu quả. Axít Peracetic Axít peracetic có đặc tính tác động tiêu diệt nhanh đối với tất cả các loại vi sinh vật. Ưu điểm đặc biệt của axít peracetic là không tạo ra các sản phẩm gây hại, hỗ trợ loại bỏ các vật liệu hữu cơ và không để lại lượng tồn dư. Dung dịch ở nồng độ sử dụng (2%) bền trong 48 tiếng sau khi pha.

đi đốt. Hộp đựng vật sắc nhọn không được vứt tại các bãi rác thông thường trừ khi đã được thiêu hủy hoặc hấp. Các lam kính đã sử dụng không được tái sử dụng.

2.6.2. Thải bỏ các vật liệu lây nhiễm hoặc có khả năng bị lây nhiễm Tất cả các ống nghiệm nuôi cấy vi khuẩn lao dương tính phải được hấp trước khi thải bỏ. Nồi hấp tiệt trùng nên có sẵn gần hoặc bên trong PXN nuôi cấy lao. Nên cho tất cả các vật liệu có khả năng lây nhiễm, trừ vật sắc nhọn vào túi nilon dùng một lần trước khi chuyển tới lò đốt. Nếu có thể, không vứt bỏ vật liệu từ PXN lao tại các bãi chất thải, ngay cả khi các vật liệu đã được hấp tiệt trùng. Nên đặt các thùng, khay hoặc bình chứa chất thải làm bằng chất liệu khó vỡ (ví dụ như nhựa) tại mỗi khu vực làm việc. Phải sử dụng chất khử trùng tiêu diệt được vi khuẩn lao. Các chất thải phải được tiếp xúc với chất khử trùng (nghĩa là không có bóng khí bao quanh) trong thời gian phù hợp, phụ thuộc vào loại chất khử trùng được sử dụng. Dụng cụ chứa chất thải phải được khử trùng và rửa sạch trước khi sử dụng lại. Trong PXN có nguy cơ lây nhiễm với vi khuẩn lao thấp, nên cho các ống đờm bằng nhựa, hộp đựng sử dụng cho phân tích phân tử (ví dụ như xét nghiệm Xpert MTB/RIF) và các que cấy gỗ vào các túi đựng kín để vận chuyển ra khỏi PXN và thiêu hủy.

2.6. Quy trình thải bỏ các vật liệu lây nhiễm Cần có một hệ thống để xác định và phân loại vật liệu lây nhiễm vào các dụng cụ chứa phù hợp. Các loại chất thải có thể bao gồm:  Chất thải không lây nhiễm, có thể tái sử dụng, tái chế hoặc thải bỏ như chất thải sinh hoạt; Vật sắc nhọn lây nhiễm như mảnh vỡ thủy tinh, kim tiêm hoặc lam kính; Chất thải lây nhiễm được xử lý bằng cách chôn lấp, đốt hoặc hấp tiệt trùng.



2.6.1. Mảnh vỡ thủy tinh và lam kính thủy tinh Phải cho lam kính vỡ và lam kính đã sử dụng vào hộp đựng chất thải sắc nhọn. Hộp đựng chất thải sắc nhọn phải làm bằng chất liệu không dễ đâm thủng, có nắp kín và không được để quá đầy. Hộp đã đựng đầy ¾ phải được để trong các thùng đựng chất thải lây nhiễm để đem

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

3. Phòng xét nghiệm lao có nguy cơ thấp Chương này đề cập đến các yêu cầu tối thiểu cần thiết để hạn chế hoặc giảm nguy cơ lây nhiễm trong PXN thực hiện các quy trình xét nghiệm được coi là có nguy cơ thấp gây phát tán vi khuẩn lao. Có thể cần thêm một số biện pháp phòng ngừa dựa vào đánh giá nguy cơ tại PXN. PXN có nguy cơ thấp đáp ứng những yêu cầu về ATSH ở mức tối thiểu được mô tả trong chương này có thể thực hiện một số quy trình xét nghiệm đối với mẫu đờm một cách an toàn, bản chất nhớt của đờm không dễ để tạo ra các hạt khí dung khi thực hiện các kỹ thuật vi sinh tốt. Các PXN có nguy cơ thấp có thể: • chuẩn bị mẫu đờm cho xét nghiệm nhuộm soi trực tiếp • chuẩn bị mẫu đờm cho xét nghiệm XpertMTB / RIF ® (Cepheid, Sunnyvale Ca., Hoa Kỳ) Trong khi mở dụng cụ chứa đờm và phết đờm để xét nghiệm nhuộm soi trực tiếp có thể làm phát sinh khí dung nhưng nguy cơ lây nhiễm từ các quy trình đó là không đáng kể so với khí dung phát sinh khi ho mà không được trang bị bảo hộ. Có rất ít bằng chứng dịch tễ học cho thấy việc phết trực tiếp đờm lên lam kính có liên quan đến việc lây nhiễm lao từ PXN. Lưu ý: Việc lấy đờm từ bệnh nhân không nên thực hiện trong phòng xét nghiệm. được mô tả trong Chương 2, PXN bệnh lao nguy cơ thấp cũng còn có thể phải đối mặt với những thách thức làm tăng nguy cơ sau: o sử dụng bàn xét nghiệm không đúng o dụng cụ chứa mẫu có thể bị rò rỉ o thao tác với mẫu không tốt có thể gây phát sinh khí dung o mẫu có thể bị lắc quá mạnh o thông gió hoặc ánh sáng không đủ.

3.2. Các đặc tính và biện pháp an toàn sinh học tối thiểu Để phòng ngừa các nguy cơ tiềm tàng, PXN lao có nguy cơ thấp cần đáp ứng các yêu cầu về ATSH sau đây: 1. Sử dụng bàn xét nghiệm: Bàn xử lý bệnh phẩm để thực hiện kỹ thuật nhuộm soi trực tiếp hoặc làm xét nghiệm XpertMTB/RIF nên được đặt ở vị trí tách biệt với khu vực tiếp nhận mẫu và khu vực hành chính để giấy tờ, tài liệu và điện thoại. 2. Thông khí: Cả hai kỹ thuật nhuộm soi trực tiếp và xử lý mẫu để làm xét nghiệm Xpert MTB/RIF nếu tuân thủ kỹ thuật vi sinh tốt đều có thể được thực hiện trên bàn xét nghiệm tại khu vực có thông khí tốt. Thông khí phù hợp cho các PXN lao là dòng khí định hướng và tần xuất trao đổi không khí 6-12 lần một giờ (ACH) (xem Hộp 3 và 4). “Dòng khí định hướng” nghĩa là không khí đi theo chiều từ khu vực sạch đến khu vực dễ tạo ra các hạt khí dung, không khí này nên được thải ra khỏi phòng một cách an toàn. "Trao đổi không khí trong một giờ " đề cập đến số

3.1. Các yếu tố làm tăng nguy cơ lây nhiễm Ngoài những nguy cơ chung đã được giảm thiểu bằng các biện pháp ATSH

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

lượng thể tích không khí phòng bị thải ra khỏi PXN trong một giờ và thay thế bằng không khí sạch. Khi sử dụng hệ thống thông khí cơ học, có thể dễ dàng tính toán được tần xuất không khí trao đổi trong một giờ. Đối với các quy trình có nguy cơ thấp, thông khí tự nhiên nên đủ để tạo ra dòng khí từ chỗ kỹ thuật viên và qua khu vực làm việc có nguy cơ lây nhiễm, sau đó, mang theo chất lây nhiễm tiềm tàng ra bên ngoài PXN; dòng khí này có thể bảo vệ kỹ thuật viên khỏi khí dung sinh ra trong quá trình xét nghiệm. Để có thể kiểm soát được các chất lây nhiễm trong không khí bằng dòng khí định hướng thì không khí phải di chuyển với vận tốc tối thiểu là 0.5m/s16. Thông khí có thể được

đảm bảo bằng cách mở cửa sổ nếu khí hậu địa phương cho phép. Khi khí hậu không cho phép mở cửa sổ, nên xem xét sử dụng hệ thống thông khí cơ học. Hệ thống này tạo ra một luồng không khí đi từ ngoài vào trong và không có tuần hoàn không khí trong phòng. Có thể lắp điều hòa không khí nhưng phải xem xét hướng dòng khí trước khi lắp đặt. Việc đảm bảo không khí trong PXN thổi từ chỗ các kỹ thuật viên ra ngoài. Tủ làm việc có thông khí là một giải pháp tùy chọn ngăn chặn khí dung khi làm xét nghiệm nhuộm soi trực tiếp hoặc xét nghiệm Xpert MTB/RIF tại nơi thông khí tự nhiên hoặc cơ học không áp dụng được. Hướng dẫn và đặc điểm của tủ làm việc này đã có sẵn17.

KHUYẾN NGHỊ CỦA NHÓM CHUYÊN GIA Chưa có tiêu chuẩn quốc tế nào về một thông khí phù hợp trong các PXN. Nhóm chuyên gia khuyến nghị thông khí phù hợp cho các PXN lao phải đảm bảo tần xuất trao đổi không khí là từ 6-12 lần mỗi giờ. Nhóm chuyên gia lưu ý rằng không có bằng chứng nào cho thấy khi tăng tần số trao đổi không khí sẽ làm giảm nguy cơ lây nhiễm từ PXN và chi phí cho hệ thống thông khí đảm bảo được điều kiện này sẽ tăng đáng kể.

Hộp 3. Xác định yêu cầu thông khí Thông khí lưu chuyển không khí ngoài PXN và phân phối trong phòng. Mục đích của hệ thống thông khí trong PXN là cung cấp không khí sạch để pha loãng không khí có khả năng bị ô nhiễm và đưa ra khỏi PXN. Hệ thống thông khí PXN có ba yếu tố cơ bản: lưu lượng thông khí - lượng không khí từ bên ngoài thổi vào PXN hướng dòng khí - hướng dòng khí chung trong PXN nên từ các khu vực sạch đến các khu vực bẩn luồng không khí - không khí bên ngoài nên đến được từng khu vực của PXN và được thải ra ngoài một cách hiệu quả. Có ba phương pháp có thể sử dụng để thông khí phòng cho thí nghiệm: tự nhiên, cơ học và hỗn hợp.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Thông khí tự nhiên Thông khí tự nhiên tạo ra dòng khí vào và ra khỏi phòng xét nghiệm qua các cửa mở. Nhìn chung, thông khí tự nhiên có thể tạo ra lưu lượng thông khí lớn, có hiệu quả kinh tế cao do sử dụng lực tự nhiên và cửa mở, sự kết hợp này có thể tạo ra tần xuất trao đổi không khí lớn. Cho dù thông khí tự nhiên phù hợp với PXN nhưng chúng có đặc điểm là phụ thuộc vào khí hậu, thiết kế các PXN và công việc của nhân viên PXN. Thông khí cơ học Quạt thông gió có thể được lắp đặt cửa sổ, trên tường hoặc trong ống thải khí của PXN. Việc sử dụng hệ thống thông khí cơ học phụ thuộc vào khí hậu. Hệ thống thông khí cơ học được coi là đáng tin cậy trong việc tạo ra dòng khí với tốc độ mong muốn mà không phụ thuộc vào tác động của gió và nhiệt độ môi trường thay đổi. Hệ thống thông khí cơ học có thể kết hợp với hệ thống điều hòa không khí để kiểm soát nhiệt độ và độ ẩm. Thông khí cơ học cũng có thể có được bằng cách sử dụng một tủ làm việc có thông khí. Thông khí hỗn hợp Thông khí hỗn hợp là thông khí dựa vào các lực tự nhiên để tạo ra dòng khí với tốc độ mong muốn. Sử dụng hệ thống thông khí cơ học khi luồng khí tự nhiên có tốc độ quá thấp. Khi chỉ riêng thông khí tự nhiên là không đủ, có thể lắp đặt quạt thải khí để tăng thông khí trong PXN thực xét nghiệm nhuộm soi trực tiếp. Tuy nhiên, cần lắp quạt để có thể thải không khí trong phòng trực tiếp ra ngoài trời qua tường hoặc mái nhà. Độ lớn và số lượng quạt thông khí cần thiết phụ thuộc vào tốc độ thông khí cần đạt và tốc độ này cần được tính toán trước khi lắp quạt. (xem Hộp 4).

3. Giảm thiểu việc tạo ra các khí dung Chuẩn bị mẫu đờm cho xét nghiệm nhuộm soi trực tiếp hoặc xét nghiệm Xpert MTB/IF, về lý thuyết, có khả năng tạo khí dung. Tuy nhiên, do đờm là chất nhầy, việc tạo khí dung có thể được giảm thiểu bằng cách sử dụng kỹ thuật vi sinh tốt. Nên cẩn thận khi mở ống chứa mẫu vì ống này có thể đã bị lắc trong quá trình vận chuyển đến PXN. Nên tránh việc làm khô mặt phết tiêu bản bằng cách đốt trên ngọn lửa hở của đèn Busen vì làm như vậy có nguy cơ bắn ra chất lây nhiễm. Tốt nhất là để chúng tự khô và sử dụng một ngọn lửa để cố định

các mẫu khi chúng khô hoàn toàn. Nên dùng que phết đờm bằng gỗ/tre hoặc que cấy sử dụng một lần để phết tiêu bản.

4. Xử lý rò rỉ dụng cụ đựng mẫu (cốc đựng đờm, ống nghiệm đựng dịch) Cần kiểm tra kỹ các dụng cụ đựng mẫu chuyển đến PXN, nếu phát hiện rò rỉ thì có thể phải loại bỏ và yêu cầu lấy một mẫu khác. Nếu trong dụng cụ bị rò rỉ vẫn có mẫu còn sử dụng được thì cần khử nhiễm dụng cụ đựng mẫu bằng chất khử trùng phù hợp trước khi xử lý mẫu. Các ống mẫu nên được vận chuyển đến PXN ở tư thế đứng để giảm thiểu sự rò rỉ.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

5. Trang bị bảo hộ cá nhân Mỗi quốc gia và cơ sở phải đánh giá nguy cơ và quyết định mức độ bảo vệ cá nhân phù hợp cho việc thực hiện các quy trình khác nhau. Nên mặc áo choàng PXN trong toàn bộ thời gian làm việc trong PXN. Phải đi găng tay trong tất cả các quy trình có tiếp xúc trực tiếp hoặc có thể tiếp xúc với đờm, máu, dịch cơ thể và các vật liệu có khả năng lây nhiễm

khác. Găng tay phải được thay đổi thường xuyên và không nên được tái sử dụng. Nhân viên phải luôn luôn rửa tay trước khi rời khỏi PXN.

Không cần sử dụng trang bị bảo vệ đường hô hấp trong quá trình chuẩn bị phết lam

Hộp 4. Xác định thông khí phù hợp cho phòng xét nghiệm lao (TB) có sử dụng thông khí cơ học Thông khí phù hợp cho PXN lao thường được mô tả cụ thể là dòng khí có hướng có tần xuất trao đổi khí là 6-12 lần một giờ (ACH). Dòng khí định hướng được cho là dòng khí từ các khu vực sạch của PXN đến các khu vực mà có thể phát sinh các hạt khí dung và sau đó thải một cách an toàn ra khỏi phòng. ACH đề cập đến số lượng không khí thải từ phòng trong một giờ và được thay thế bằng không khí sạch. Khi sử dụng thông khí cơ học, phương pháp đo ACH có thể là: 1. Xác định số lượng cửa thải khí. 2. Che cửa thải khí bằng một mảnh bìa các tông có một lỗ có kích thước 10 cm x 10 cm; 3. Đo tốc độ khí ra bằng máy đo tốc độ hoặc lưu lượng gió; 4. Tính toán lưu lượng khí ở mỗi cửa thải khí Q = V x A x 3600 Q: Lưu lượng dòng khí tính bằng m3/h V: Tốc độ của không khí vừa đo ở Bước 3 tính bằng m/s A: Diện tích lỗ của bìa các tông tính bằng m2 (ví dụ: 10 cm [0,1 m] x 10 cm = 0,01 m2) 3600: chuyển đổi giây sang giờ; 5. Cộng lưu lượng khí thải của tất cả các cửa thải; 6. Đo thể tích của PXN Thể tích (Vol) = Dài x Rộng x Cao = m3 (đo bằng mét); 7. Tính ACH ACH = Q/Vol. Khi sử dụng thông khí tự nhiên, do ACH thay đổi rất lớn nên không thể có được chỉ số thông gió đáng tin cậy. Tốt hơn là sử dụng dòng khí định hướng để tạo ra điều kiện làm việc an toàn. Việc đảm bảo dòng khí đi qua người làm việc, qua khu vực làm việc, nơi có vật liệu có khả năng lây nhiễm, rồi ra khỏi phòng xét nghiệm giúp nhân viên tránh bị tiếp xúc với khí dung tạo ra trong khu vực làm việc.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

4. Phòng xét nghiệm Lao có nguy cơ trung bình Các khuyến nghị trong chương này là những yêu cầu tối thiểu cần thiết để hạn chế hoặc làm giảm nguy cơ lây nhiễm trong PXN thực hiện các quy trình có nguy cơ lây nhiễm trung bình. Có thể cần thêm một số biện pháp phòng ngừa dựa vào đánh giá nguy cơ tại PXN. PXN nguy cơ trung bình đáp ứng các yêu cầu tối thiểu về ATSH được mô tả trong chương này có thể thực hiện một cách an toàn một số quy trình có nguy cơ trung bình trong việc tạo ra khí dung với nồng độ hạt có khả năng lây nhiễm tương đối thấp. Các PXN nguy cơ trung bình có thể: • Xử lý bệnh phẩm để nuôi cấy trên môi trường nuôi cấy đặc; • Thực hiện DST trực tiếp (ví dụ, xét nghiệm đầu dò trực tiếp, quan sát độ nhạy cảm thuốc bằng kính hiển vi [MODS], phân tích enzyme khử nitrit [ NRA ] trong đờm đã được xử lý). ATSH không được chứng nhận • • tủ ATSH có thể không có ống thải khí phù hợp môi trường làm việc có thể có nhiều bụi, bộ lọc hiệu quả cao (HEPA) trong các tủ ATSH có thể bị tắc thao tác bất cẩn khi làm việc với mẫu có thể dẫn đến việc tạo ra khí dung nhân viên có thể không tuân thủ các biện pháp phòng ngừa khi sử dụng máy vortex (ví dụ, sử dụng máy vortex bên ngoài tủ ATSH) ống đựng mẫu có thể bị vỡ hoặc rò rỉ trong quá trình ly tâm các vấn đề có thể phát sinh khi mở cốc ly tâm bên ngoài tủ ATSH có thể thiếu cảnh báo nguy hiểm sinh học hoặc thông tin không đúng về những người phải liên lạc trong trường hợp khẩn cấp hệ thống làm mát hoặc sưởi ấm có thể hoạt động không tốt.

•

• • •

•

4.1 Các yếu tố làm tăng nguy cơ lây nhiễm Ngoài các nguy cơ chung được giảm thiểu bằng các biện pháp ATSH được mô tả trong Chương 2 (chẳng hạn như người không có trách nhiệm vẫn vào PXN, hút pipet bằng miệng, xử lý chất thải không đúng), PXN lao có nguy cơ trung bình cũng phải đối mặt với những thách thức làm tăng nguy cơ sau đây: • • • nhân viên có thể phải làm việc trong khu vực thông khí kém nhân viên có thể phải làm việc trong điều ánh sáng yếu bảo trì tủ ATSH có thể không tốt, tủ

Kỹ thuật vi sinh tốt là rất cần thiết để giảm thiểu nguy cơ tạo ra khí dung

4.2 Các đặc điểm cụ thể và biện pháp an toàn tối thiểu cần thiết Tại PXN có nguy cơ lây nhiễm trung bình, có hai mức độ ngăn chặn: tủ ATSH (hàng rào ngăn chặn thứ nhất) và PXN riêng biệt (hàng rào ngăn chặn thứ hai). Để giảm thiểu và kiểm soát các nguy cơ liên quan đến PXN lao nguy cơ trung bình, cần thực hiện các biện pháp sau: 1. Tủ an toàn sinh học Tất cả quy trình chuẩn bị mẫu đờm và

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

thao tác mẫu dung dịch đờm phải được tiến hành trong tủ ATSH. Tủ ATSH là hàng rào bảo vệ thứ nhất khi xử lý mẫu để nuôi cấy hoặc làm xét nghiệm DST trực tiếp. Như vậy, kỹ thuật vi sinh tốt và sử dụng tủ ATSH một cách phù hợp là rất quan trọng để công việc được tiến hành một cách an toàn. Sử dụng tủ ATSH không đúng cách sẽ làm cho các khí dung phát tán ra PXN. (Xem Chương 6 để biết thêm thông tin về tủ ATSH) Nên đặt tủ ATSH cách xa lối đi lại và cách xa luồng khí từ cửa ra vào và hệ thống cửa cấp khí. Không khí thải khỏi tủ ATSH được bảo dưỡng tốt sẽ đi qua bộ lọc HEPA ở trên cùng của tủ và sau đó có thể được thải ra PXN hoặc qua ống thải khí ra bên ngoài tùy thuộc vào mức độ phức tạp của hệ thống thông khí được cài đặt. Phải có đủ khoảng không cần thiết giữa tủ ATSH và trần PXN để đảm bảo không cản trở không khí thổi ra từ tủ ATSH. Nên sử dụng tủ ATSH cấp I hoặc cấp II; tuy nhiên, tủ ATSH này phải được thiết kế bởi một nhà sản xuất được chứng nhận và được bảo dưỡng thường xuyên. Phải có chứng nhận tủ hoạt động tốt ít nhất mỗi năm một lần. Tủ ATSH cấp II A2 là loại tủ có ưu điểm bởi vì chúng bảo vệ cả cả nhân viên và các môi trường nuôi cấy (bảo vệ sản phẩm). Tủ ATSH cấp II B là phù hợp nhưng không được khuyến nghị cho các PXN bệnh lao mới xây dựng vì tủ này yêu cầu ống nối cứng ra ngoài. Ngoài ra, khó cân bằng, bảo dưỡng và đảm bảo tủ này hoạt động tốt. Để nối với ống thải khí của tủ ATSH, hệ thống ống thải khí của tòa nhà phải đáp ứng chính xác các yêu cầu của nhà sản xuất tủ ATSH. Tại nơi có nguồn điện không ổn định thì rất cần duy trì nguồn điện liên tục cho tủ ATSH và quạt thải khí; điều này giúp nhân viên

PXN có thời gian để hoàn thành một cách an toàn bất kỳ công việc nguy hiểm nào và không khí ô nhiễm còn lại trong tủ được thải ra bên ngoài. Cần lắp đặt thiết bị ngăn chặn dòng khí thổi ngược lại trong ống thải khí của tủ ATSH để ngăn chặn không khí có khả năng bị ô nhiễm quay ngược trở lại PXN trong trường hợp mất điện. Nên có máy phát điện dự phòng cho tủ ATSH và các thiết bị cần thiết khác, chẳng hạn như tủ ấm và tủ lạnh.

1. Thông khí Ngoài tủ an toàn sinh học (hàng rào bảo vệ thứ nhất), có thể tạo ra hàng rào bảo vệ thứ hai (chính là PXN) bằng cách duy trì dòng khí định hướng trong PXN với ít nhất 6-12 lần trao đổi không khí trong một giờ (ACH). Biện pháp đơn giản để tạo ra luồng không khí định hướng là tạo một lỗ thông khí từ bên ngoài vào khu vực sạch của PXN và vận hành liên tục một hoặc nhiều quạt của ống thải khí phía trên tủ ATSH (thimble) để hút không khí đến khu vực bẩn rồi thải ra khỏi PXN và tòa nhà. Nên lắp đặt thiết bị theo dõi như đèn, chuông cảnh báo để nhân viên có thể đảm bảo dòng khí định hướng có luôn được duy trì trong PXN (xem Hộp 5). Việc sử dụng ống thải khí phía trên tủ ATSH giúp tạo ra luồng không khí một chiều vào PXN và toàn bộ không khí bị ô nhiễm trong tủ được thải ra khỏi PXN qua bộ lọc HEPA trong tủ. Khi tủ ATSH hoạt động, quạt trong ống thải khí sẽ thải không khí cả từ tủ và PXN. Khi tắt tủ ATSH, chỉ có không khí từ PXN được thải ra ngoài. Có thể lắp đặt một quạt bên ngoài, có hoặc không liên quan đến tình trạng hoạt động của tủ. Tốt nhất là quạt bên ngoài có công tắc độc lập với tủ ATSH hoặc nếu sử dụng một công tắc thì phải có rơle và mạch điện để quạt

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

bên ngoài vẫn tiếp tục chạy trong một thời gian nhất định sau khi tủ ATSH đã tắt để đảm bảo thải ra ngoài PXN tất cả không khí thổi ra từ tủ ATSH. Ưu điểm chính của tủ ATSH có ống thải khí phía trên là không cần chỉnh sửa tủ mà vẫn luôn duy trì được dòng khí định hướng từ PXN ra ngoài. Ngoài ra, không khí qua bộ lọc HEPA trong tủ ATSH có thể được thải vào PXN. Tuy nhiên, trong trường hợp như vậy, phải có một hệ thống thải khí riêng biệt cho tòa nhà để đảm bảo tối thiểu là 6-12 ACH trong PXN. Hệ thống thông khí của tòa nhà phải được xây dựng sao cho không khí từ PXN nguy cơ trung bình không được tuần hoàn đến các khu vực khác trong tòa nhà. Không khí từ PXN được thải ra bên ngoài của tòa nhà phải được phân tán ra khỏi nơi có người và cửa hút khí của tòa nhà. Cửa sổ của PXN lao nguy cơ trung bình và nguy cơ cao phải luôn đóng. • Trang bị bảo hộ cá nhân: Mỗi PXN phải đánh giá nguy cơ (ví dụ, đánh giá các hoạt động của PXN và số lượng công việc, sự lưu hành của bệnh lao và các chủng kháng thuốc) để xác định mức độ bảo vệ cá nhân phù hợp cho nhân viên. Phải luôn mặc quần áo chuyên dụng cho PXN và đeo găng tay trong PXN nguy cơ trung bình. Việc pha loãng mẫu trong quá trình xử lý làm cho tăng khả năng tạo ra các hạt khí dung nên các biện pháp để giảm thiểu khí dung phát sinh trong những quá trình này là rất quan trọng. Nhân viên nên thay găng tay thường xuyên và luôn phải rửa tay trước khi rời khỏi PXN. Không cần phải sử dụng trang bị bảo vệ

đường hô hấp, miễn là phải xử lý mẫu trong trong tủ ATSH được bảo dưỡng tốt và phải thực hiện kỹ thuật vi sinh tốt. Không nên coi trang bị bảo vệ đường hô hấp là để thay thế cho tủ ATSH. • Thiết kế phòng xét nghiệm: PXN phải được tách biệt với khu vực dành cho mọi người có thể đi lại trong tòa nhà. Nên có bồn rửa tay gần cửa ra của PXN • Khử nhiễm và xử lý chất thải: Phải vận chuyển tất cả chất thải lây nhiễm ra khỏi PXN nguy cơ trung bình để có biện pháp xử lý phù hợp. Chất thải phải được vận chuyển trong túi nilon hoặc thùng kín theo quy định của địa phương. Mọi vật liệu sử dụng lại phải được khử trùng bằng hóa chất phù hợp hoặc hấp tiệt trùng trước khi vận chuyển ra khỏi PXN. • Hạn chế tối đa việc tạo ra khí dung: Trong quá trình đào tạo nhân viên, luôn phải hướng dẫn về các phương pháp an toàn nhất khi thực hiện các quy trình nuôi cấy để phòng ngừa việc hít phải khí dung tạo ra khi sử dụng que cấy, pipet, mở ống đựng mẫu, xử lý khi ống đựng bị hư hỏng hoặc bị rò rỉ, ly tâm và lắc. Khả năng các chất lây nhiễm bị bắn khi sử dụng đèn Busen có ngọn lửa hở là rất cao, vì thế nên sử dụng một đèn vi đốt điện kín để tiệt trùng que cấy. Nên sử dụng que cấy và pipet vô trùng dùng một lần. Máy ly tâm cần có cốc ly tâm an toàn hoặc rotor có nắp đậy. Có thể ly tâm vật liệu lây nhiễm trong PXN nhưng phải cho vật liệu này vào cốc ly tâm an toàn có nắp kín, thao tác cho vật liệu vào và lấy ra khỏi cốc phải được thực hiện trong tủ ATSH.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Hộp 5. Tính số lần trao đổi không khí trong một giờ (ACH) của phòng xét nghiệm có sử dụng tủ ATSH có ống thải khí ở phía trên. • Xác định thể tích của PXN (diện tích sàn x chiều cao). • Xác định lượng ACH cần thiết (thể tích phòng nhân với ít nhất là 6, nhiều nhất là 12). • Xác định số lượng tủ ATSH và lượng không khí được thải ra khỏi mỗi tủ. Không khí được thải ra của một tủ có chiều rộng 150 cm sẽ có khoảng 500 m³/h, (nghĩa là không khí bên trong 1,50 m x 0,2 m x tốc độ không khí 0,38 hoặc 0,5 m/s x 3600 s = 410-540 m³/h). Tính toán như vậy với từng tủ sử dụng trong PXN. • Xác định lưu lượng hút của quạt hút bên ngoài lắp đặt tại phần cuối của ống thải khí, quạt này cần được đảm bảo có điện liên tục, có lưu lượng điều chỉnh được, thường cao hơn lượng khí thải của mỗi tủ 30-50%. Ống thải khí bên trên tủ ATSH nên có đường kính lớn hơn 20cm. Ví dụ: Một PXN có diện tích sàn 5 m x 10 m với trần nhà cao 2,5 m sẽ yêu cầu từ 750 m3 và 1500 m3 không khí thải từ PXN một giờ để đạt được yêu cầu trao đổi không khí 6-12 thể tích phòng. Như vậy, hai tủ ATSH có ống thải khí phía trên có thể thải 1300-1500 m3 không khí từ PXN trong một giờ. Hệ thống thông khí cho phòng xét nghiệm cần được một kỹ sư có đủ năng lực thiết kế.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

5. Phòng xét nghiệm lao có nguy cơ cao (phòng xét nghiệm lao ngăn chặn) Thuật ngữ PXN lao ngăn chặn đề cập đến một PXN đáp ứng các yêu cầu thiết kế tối thiểu cần thiết cho các thao tác nuôi cấy vi khuẩn lao một cách an toàn. PXN này có thể đáp ứng hoặc không đáp ứng tất cả các yêu cầu của PXN ATSH cấp 3 được đề cập trong cuốn Cẩm nang an toàn sinh học phòng xét nghiệm của WHO2. Tất cả các PXN phải tuân thủ các quy định của địa phương và quốc gia. Các khuyến nghị trong cuốn cẩm nang này là yêu cầu tối thiểu cần đáp ứng để hạn chế hoặc làm giảm nguy cơ lây nhiễm trong PXN thực hiện các quy trình được cho là có nguy cơ cao trong việc phát tán vi khuẩn lao. Có thể cần thêm một số biện pháp phòng ngừa dựa vào đánh giá nguy cơ tại PXN. PXN nguy cơ cao (còn gọi là PXN lao ngăn chặn) đáp ứng các yêu cầu tối thiểu về ATSH trong chương này được thiết kế để xét nghiệm vi khuẩn lao với số lượng, nồng độ lớn và thực hiện các quy trình có nguy cơ cao phát tán khí dung. Các PXN lao có nguy cơ cao có thể: • Thực hiện các thao tác với chủng để định danh vi khuẩn lao; • Thực hiện thao tác với chủng hoặc huyền dịch vi khuẩn lao cho tất cả các phương pháp xét nghiệm DST gián tiếp và phân tử. Chương 4 của PXN lao có nguy cơ trung bình, và những nguy cơ chung cần giảm thiểu bằng các biện pháp ATSH được đề cập trong Chương 2, PXN lao nguy cơ cao (hoặc ngăn chặn) còn phải đối mặt với những thách thức làm tăng nguy cơ sau đây: • nhân viên phải mở ống nuôi cấy dương tính; • nhân viên phải chuẩn bị tiêu bản từ các ống nuôi cấy dương tính; • phải tách chiết DNA từ chủng nuôi cấy dương tính; • thao tác với chủng để định danh và DST gián tiếp; • phải xử lý ống nuôi cấy bị vỡ; • phải khử nhiễm chủng hoặc khu vực bị tràn đổ.

5.2. Đặc điểm và các biện pháp an toàn sinh học cần thiết Tương tự như PXN nguy cơ trung bình, có hai cấp độ ngăn chặn trong PXN có nguy cơ cao: tủ ATSH (hàng rào thứ nhất) và các PXN phải riêng biệt (ngăn chặn thứ hai). Trong PXN lao nguy cơ cao, tất cả các quy trình xử lý các chủng lao sống và pha loãng dung dịch chứa trực khuẩn lao để định danh, phân tích DST và xét nghiệm phân tử phải được tiến hành trong tủ ATSH. Ngoài các biện pháp an toàn cần thiết cho PXN nguy cơ trung bình, PXN nguy cơ cao (hoặc ngăn chặn) đòi hỏi những biện pháp tăng cường sau đây.

5.1. Các yếu tố làm tăng nguy cơ lây nhiễm Ngoài những nguy cơ được đề cập trong

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

1. Thiết kế phòng xét nghiệm Cần phải có hai lớp cửa ra vào để tạo ra một phòng đệm trước khi vào PXN. Thiết kế này tạo ra một rào cản vật lý giữa bên trong PXN và bên ngoài. Nó cũng cho phép dòng khí 1 chiều vào PXN. Phòng đệm nên có tủ để riêng quần áo sạch và quần áo bẩn. Cửa ra vào phòng đệm có thể tự đóng và chỉ mở được một cửa tại một thời điểm. Nên có một ô có thể phá được để thoát hiểm trong trường hợp khẩn cấp. Dòng không khí có thể đi qua phòng đệm vào PXN; có thể lắp đặt lưới và bộ tiền lọc ở phần dưới của các cửa ra vào của phòng đệm để đảm bảo không khí sạch vào PXN. Nên có một ô kính trong để có thể quan sát được PXN từ bên ngoài.

Việc sử dụng mũ trùm đầu, bao giày hoặc giày chuyên dụng là tùy chọn, chúng có thể được xem là biện pháp bảo vệ bổ sung. Tuy nhiên, không được mặc bất kì loại quần áo bảo hộ nào sử dụng trong PXN nguy cơ cao ra các khu vực khác của PXN. Trang bị bảo vệ đường hô hấp giúp tăng cường an toàn khi thực hiện các quy trình có nguy cơ cao như thao tác với các dịch nuôi cấy để định danh và DSTtạo ra khí dung với mật độ hạt lây nhiễm cao. Không nên cho rằng việc sử dụng trang bị bảo vệ đường hô hấp là biện pháp có thể thay thế cho tủ ATSH hoạt động kém hoặc không được chứng nhận. Trong mọi trường hợp, kỹ thuật vi sinh tốt là rất cần thiết để giảm thiểu nguy cơ lây nhiễm liên quan đến PXN.

2. Trang bị bảo hộ cá nhân Mỗi cơ sở phải đánh giá nguy cơ và quyết định về mức độ bảo vệ cá nhân phù hợp cho nhân viên. Phải mặc áo choàng chuyên dụng cho PXN (gown). Áo choàng chuyên dụng PXN nên có tạp dề kèm theo và không thấm nước. Áo choàng chuyên dụng PXN cần phải có tay dài và thun đàn hồi ở cổ tay (dài ít nhất là 30 mm) và buộc ở phía sau. Nhân viên phải mang găng tay và luôn rửa tay trước khi rời khỏi PXN.

3. Khử nhiễm và xử lý chất thải Phải có một nồi hấp tiệt trùng gần PXN để tiệt trùng các ống nuôi cấy vi khuẩn lao trước khi chuyển đi để xử lý. Tất cả các chất thải lây nhiễm khác cần phải được loại bỏ khỏi PXN để xử lý phù hợp. Chất phải được vận chuyển trong túi nilon hoặc thùng kín theo quy định của địa phương. Bất kỳ vật liệu được tái sử dụng nào cũng phải được khử nhiễm với chất khử trùng phù hợp hoặc hấp tiệt trùng trước khi loại bỏ khỏi PXN.

KHUYẾN NGHỊ CỦA NHÓM CHUYÊN GIA Cuốn Cẩm nang an toàn sinh học phòng xét nghiệm2 của WHO khuyến nghị là PXN ngăn chặn có thể được bịt kín được để tiệt trùng bằng xông hơi. Nhóm chuyên gia cho rằng yêu cầu này không cần thiết đối với PXN lao ngăn chặn vì các hạt lây nhiễm chứa vi khuẩn đã khô trên các bề mặt không có khả năng trở thành khí dung. Do đó, nhóm chuyên gia kết luận rằng thực hiện các quy trình khử nhiễm bề mặt là đủ đối với PXN lao ngăn chặn và không bắt buộc phải xông hơi formalin.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

6. Thiết bị an toàn Thiết bị an toàn có thể được sử dụng để loại bỏ hoặc giảm thiểu các nguy cơ nhất định trong các PXN lao (Bảng 4). Các thiết bị này chỉ phát huy khả năng bảo vệ khi người vận hành có đủ năng lực và sử dụng các kỹ thuật phù hợp. Thiết bị cũng nên được kiểm tra thường xuyên nhằm đảm bảo sự tiếp tục vận hành an toàn. có nhiều loại (như A1, A2, B1, B2); chúng được phân loại dựa vào sự khác nhau về luồng khí, vận tốc dòng khí, vị trí của bộ lọc HEPA trong tủ, tần xuất trao đổi khí và các cách thải khí.

6.1.1. Lựa chọn tủ ATSH cho phòng xét nghiệm lao Hai loại tủ ATSH được mô tả dưới đây là phù hợp nhất để sử dụng trong các PXN nguy cơ trung bình và nguy cơ cao (PXN lao ngăn chặn). Tủ an toàn sinh học cấp I • Loại tủ này bảo vệ người và môi trường nhưng không bảo vệ mẫu. Việc thiếu chức năng bảo vệ mẫu có thể góp phần làm tăng tỷ lệ nhiễm, đặc biệt khi chuẩn bị môi trường và cấy chuyển sang môi trường lỏng (xem Hình 1). Tủ an toàn sinh học cấp II • Loại tủ ATSH cấp hai bảo vệ người, môi trường và mẫu bệnh phẩm, đối với loại A2 tất cả các ống dẫn khí nhiễm vi sinh vật đều có áp lực âm hoặc được bao quanh bởi các ống có áp lực âm (xem Hình 2). (Đây là loại tủ ATSH hay được lựa chọn) • Tủ ATSH cấp II loại A1 không phải là sự lựa chọn tốt vì các ống dẫn có thể trở nên bị nhiễm, và các khoang có áp lực dương so với PXN. • Tủ ATSH cấp II loại B1 và B2 phải có ống cứng nối ra ngoài; điều này có nghĩa là hệ thống khí thải của tòa nhà phải đáp ứng chính xác các yêu cầu dòng khí được quy định bởi nhà sản xuất về cả dung tích và áp suất tĩnh. Vì vậy, việc chứng nhận, thao tác và bảo dưỡng các

6.1. Tủ an toàn sinh học Vì có kích thước rất nhỏ nên các hạt khí dung có thể được tạo ra trong các quy trình xét nghiệm mà các nhân viên PXN không hề hay biết; điều này có thể gây ra việc hít phải các tác nhân gây bệnh hoặc lây nhiễm chéo giữa các bề mặt làm việc hoặc vật liệu. Tủ ATSH được thiết kế nhằm bảo vệ con người và môi trường khỏi các tác nhân gây bệnh; tùy thuộc vào từng loại, tủ ATSH có tác dụng bảo vệ ở các mức độ khác nhau trong việc tránh nhiễm mẫu bệnh phẩm và môi trường nuôi cấy. Bộ lọc HEPA trong hệ thống thải khí của tủ ATSH giữ lại một cách hiệu quả các sinh vật gây bệnh và đảm bảo rằng chỉ có không khí không chứa vi sinh vật được thải ra khỏi tủ ATSH. Bộ lọc HEPA được đặt ở phía trên bề mặt làm việc của tủ ATSH nhằm bảo vệ bề mặt làm việc và các vật liệu trên bề mặt này khỏi bị ô nhiễm. Tác dụng này được gọi là bảo vệ mẫu bệnh phẩm. Có 3 loại tủ ATSH: cấp I, II và III (tuân theo các tiêu chuẩn AS/NZS 2252.1:1994, AS/NZS 2252.2:1994, NSF/ANSI 49 – 2008 và EN 12469).18,19,20,21 Theo tiêu chuẩn NSF/ANSI 49 – 2008, các tủ ATSH cấp II

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

loại tủ đó cũng khó khăn hơn, vì thế các loại tủ ATSH này không được khuyến nghị cho bất kì PXN lao mới nào. Các tủ ATSH nên được trang bị các bộ lọc HEPA đạt các tiêu chuẩn quốc tế (ví dụ các tiêu chuẩn Châu Âu EN12469 hoặc tiêu chuẩn NSF/ANSI 49-2008 của Mỹ).20,21 Khi mua mới, nên chọn tủ ATSH cấp II loại A2 có cửa kính trượt ở phía trước Để lựa chọn tủ ATSH, đầu tiên là phụ thuộc vào loại yêu cầu bảo vệ: bảo vệ mẫu hoặc bảo vệ người khỏi nguy cơ lây nhiễm. Việc lựa chọn đúng loại tủ ATSH, lắp đặt, sử dụng một cách phù hợp, và chứng nhận hoạt động của tủ hàng năm là một quá trình phức tạp. Các quy trình này phải do người được đào tạo tốt và có kinh nghiệm về tất cả các vấn đề của tủ ATSH thực hiện. Nên có nguồn điện dự phòng cho tủ ATSH để đảm bảo nhân viên có đủ thời gian hoàn thành quy trình xét nghiệm trong trường hợp bị mất điện. Tủ ATSH phải được cấp giấy chứng nhận ngay sau khi lắp đặt, di chuyển, bất kì sửa chữa nào hoặc thay bộ lọc; cần bảo dưỡng tủ ATSH định kì (hàng năm) nhằm đảm bảo tủ vận hành tốt. Chậm bảo dưỡng hoặc sử dụng người không đủ năng lực để tiến hành bảo dưỡng có thể tạo ra nguy cơ cho nhân viên PXN (xem đoạn 6.1.5)

đi qua bề mặt làm việc. Hình 1 là sơ đồ của một tủ ATSH cấp I, không khí trong phòng được hút vào, qua cửa phía trước với vận tốc nhỏ nhất là 0.38 m/s (NSF/ANSI).20 Sau đó, đi qua bề mặt làm việc và được thải ra ngoài qua ống thải. Dòng khí định hướng mang theo các hạt khí dung có thể được tạo ra ở bề mặt làm việc ra xa nhân viên vào trong ống thải khí. Cửa phía trước cho phép nhân viên đưa tay vào bề mặt làm việc trong tủ và họ có thể quan sát bề mặt làm việc qua một cửa sổ bằng kính. Cửa sổ cũng có thể nâng lên hoàn toàn để có thể tiếp cận được với bề mặt làm việc trong trường hợp làm vệ sinh hoặc cho mục đích khác. Dòng khí từ tủ được thải qua một bộ lọc HEPA: (a) vào PXN và sau đó ra ngoài tòa nhà thông qua hệ thống thải khí của tòa nhà; hoặc (b) ra ngoài thông qua hệ thống thải khí của tòa nhà; hoặc (c) thảitrực tiếp ra ngoài.

6.1.2. Tủ an toàn sinh học cấp I Tủ ATSH cấp I hoạt động bằng cách hút không khí không được lọc từ PXN qua cửa trước, qua bề mặt làm việc và sau đó thải ra ngoài qua một ống thải. Tủ ATSH cấp I bảo vệ nhân viên nhưng không bảo vệ mẫu (như các mẫu bệnh phẩm hoặc nuôi cấy) khỏi bị nhiễm vì không khí không được vô trùng từ PXN Hình 1. Sơ đồ của một tủ ATSH cấp I. A cửa mở phía trước; B Cửa kính; C Bộ lọc HEPA thải; D Khoang thải.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

6.1.3 Tủ an toàn sinh học cấp II loại A2 Tủ ATSH cấp II khác với tủ ATSH cấp I ở chỗ chỉ cho phép không khí đã được lọc qua bộ lọc HEPA (vô trùng) thổi xuống mặt làm việc. Tủ ATSH cấp II loại A2 được thể hiện trong Hình 2. Một quạt ở trong hút không khí từ phòng (khí cấp) vào trong tủ qua cửa phía trước và sau đó đi vào tấm lưới hút phía trước. Sau khi đi qua lưới hút, khí cấp được hút lên trên và đi qua bộ lọc HEPA trước khi đi xuống bề mặt làm việc. Khi đi xuống vị trí cách bề mặt làm việc khoảng 6-18 cm, dòng khí được chia làm hai phần, khoảng một nửa thể tích khí đó đi qua lưới thải ở phía trước và nửa còn lại sẽ đi qua lưới thải phía sau. Bất kì hạt khí dung nào được tạo ra ở khu vực làm việc sẽ được giữ lại ngay lập tức trong dòng khí đi xuống và đi qua lưới thải ở phía trước hoặc phía sau, bằng cách đó đem lại khả năng bảo vệ mẫu ở mức độ cao nhất. Sau đó, không khí được thải qua buồng ở phía sau vào khoảng không gian giữa bộ lọc cấp và bộ lọc thải ở phía trên của tủ ATSH. Tùy thuộc vào kích thước của bộ lọc, khoảng 60-70% lượng không khí tái tuần hoàn trở lại khu vực làm việc qua bộ lọc HEPA cấp; còn lại 30-40% qua bộ lọc thải ra PXN hoặc ra ngoài. Không khí từ tủ ATSH cấp IIA2 có thể tái tuần hoàn vào PXN hoặc được thải ra ngoài tòa nhà thông qua ống thải khí phía trên tủ ATSH; không khí KHÔNG ĐƯỢC thải qua hệ thống thải khí của tòa nhà. Trong PXN ngăn chặn có không khí từ tủ

ATSH cấp II tái tuần hoàn vào PXN, cần có một hệ thống thông khí chuyên dụng riêng nhằm đảm bảo dòng khí định hướng đi vào PXN với tần xuất trao đổi khí là 6-12 lần/giờ. Ưu điểm của việc tái tuần hoàn khí thải trong PXN là tiết kiệm chi phí cho năng lượng của tòa nhà vì không khí đã được làm lạnh hoặc sưởi ấm không bị thải ra môi trường bên ngoài.

Hình 2. Sơ đồ tối giản của phòng xét nghiệm an toàn sinh học cấp IIA2. A Cửa trước; B Cửa kính; C Bộ lọc HEPA thải; D Bộ lọc HEPA cấp; E Khoang áp lực dương; F Khoang áp lực âm

6.1.4 Ống thải khí chuyên dụng bên trên tủ ATSH (thimble) Thimble (xem Hình 3) được sử dụng cùng với tủ ATSH cấp IIA2 để thải khí ra bên ngoài. Thimble khớp với hộp thải khí của tủ, hút không khí thổi ra từ tủ ATSH vào ống nối với bên ngoài. Có một khe hở nhỏ (thường rộng 5cm) giữa thimble và hộp thải của tủ. Khe hở này có thể

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

giúp cho không khí từ PXN được hút vào hệ thống ống khí thải. Lưu lượng của hệ thống thải khí phải phù hợp nhằm hút cả không khí từ PXN và khí thải của tủ. Thimble phải có thể tháo rời được hoặc được thiết kế cho phép việc thực hiện các phép kiểm tra đối với tủ ATSH. Thông thường, hoạt động của tủ ATSH có nối với thimble không bị ảnh hưởng nhiều bởi sự dao động dòng khí của tòa nhà. Một ưu điểm của việc sử dụng thimble là không cần phải điều chỉnh tủ ATSH và áp suất trong phòng sẽ được duy trì gần như không đổi. Để có áp suất thấp, kiểm

soát được và ổn định trong PXN ngăn chặn, thường cần một van điều chỉnh dòng (damper) cho hệ thống thải khí để dòng khí đi qua thimble cân bằng với lưu lượng của quạt thải được lắp ở cuối đường ống. Một ưu điểm khác của việc sử dụng thimble là trong trường hợp mất điện, không khí quay ngược lại phòng có áp lực thấp hơn sẽ gần như chỉ đi qua ống hút gió của thimble mà không làm phát tán vi khuẩn từ bộ lọc HEPA. Việc lắp đặt van khí một chiều trong ống dẫn sẽ đảm bảo dòng khí đi vào PXN luôn từ chỗ cấp khí sạch.

Quạt thải Thimble

Không khí từ phòng đi qua khe hở

Khí thải của tủ ATSH

Hình 3. Sơ đồ lắp đặt thimble cho tủ ATSH cấp II loại A2 thải trực tiếp ra ngoài PXN.

6.1.5 Sử dụng tủ an toàn sinh học trong phòng xét nghiệm Vị trí Tính ổn định của dòng khí định hướng dễ bị phá vỡ và gián đoạn bởi các dòng khí được tạo ra do có người đi gần tủ ATSH, mở cửa sổ hoặc van điều tiết cấp khí, mở và đóng cửa. Lý tưởng là các tủ ATSH nên được đặt theo khuyến nghị của nhà sản xuất ở một vị trí tránh xa lối đi và các dòng khí có khả năng gây

nhiễu loạn. Nếu có thể, nên để một khoảng trống khoảng 30 cm ở mặt sau và bên cạnh tủ để dễ dàng tiến hành bảo dưỡng. Có thể cần một khoảng trống từ 30-35 cm ở phía trên tủ để đo chính xác tốc độ dòng khí đi qua bộ lọc khí thải và để thay bộ lọc. Người sử dụng Nếu tủ ATSH không được sử dụng đúng, tác dụng bảo vệ của nó có thể bị giảm đi rất nhiều; trong một số trường hợp đặc

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

biệt việc sử dụng không đúng thậm chí còn dẫn đến làm tăng nguy cơ cho nhân viên PXN. Cần phân phát các quy trình cũng như hướng dẫn ATSH cho nhân viên PXN và yêu cầu họ nên ký vào bản ký xác nhận là đã đọc và hiểu các hướng dẫn cần thiết. Nên quan sát tất cả các cá nhân làm việc với tủ ATSH nhằm đảm bảo rằng họ tuân theo các thực hành đúng trước khi họ tiến hành xét nghiệm hằng ngày trong tủ ATSH. Người sử dụng cần duy trì sự ổn của dòng khí đi qua cửa phía trước của tủ khi cho tay vào và ra khỏi tủ. Nên di chuyển tay từ từ và đảm bảo vuông góc với cửa tủ. Nên chờ khoảng 2 phút sau khi đưa tay vào trong tủ ATSH rồi mới bắt đầu tiến hành xét nghiệm; điều này giúp cho dòng khí trong tủ được điều chỉnh và để cho dòng khí thổi qua bề mặt của bàn tay và cánh tay. Nên được hạn chế tối đa số lần đưa tay ra vào tủ ATSH bằng cách đưa tất cả các vật dụng cần thiết vào trong tủ ATSH trước khi bắt đầu thực hiện xét nghiệm.

Sắp xếp vật liệu Không được để giấy, thiết bị hoặc các dụng cụ khác lên trên lưới hút khí ở phía trước tủ ATSH cấp II. Nên được tiến hành tất cả công việc trên tấm giấy thấm có tẩm chất khử trùng để giữ lại các giọt rơi và các giọt bắn. Nên đặt tất cả các vật liệu càng gần mặt sau của tủ càng tốt - nghĩa là về phía sau của bề mặt làm việc nhưng không che lưới thông khí ở phía sau. Các thiết bị có tạo khí dung (như máy vôrtex và máy ly tâm) nên đặt về phía sau của tủ ATSH. Nên đặt những vật có kích thước lớn (như túi, hộp đựng chất thải) ở một phía trong tủ ATSH. Nên tiến hành công việc từ khu vực sạch qua khu vực làm việc sang khu vực bẩn. Nên tránh hoàn toàn việc để giấy tờ trong tủ ATSH. Không được để quá nhiều vật liệu trong tủ vì như vậy sẽ làm ảnh hưởng đến hiệu quả của dòng khí (xem Hình 4).

Hình 4. Sơ đồ điển hình cho việc thao tác từ vùng sạch sang vùng bẩn trong tủ ATSH cấp II. Các vật liệu sạch đặt ở phía bên trái của tủ ATSH; vật liệu lây nhiễm đặt ở giữa tủ; các pipet bẩn và các vật liệu khác được cho vào dụng cụ chứa chất thải ở bên phải tủ. Việc sắp xếp này có thể được đổi lại đối với những người thuận tay trái.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Đèn cực tím Đèn cực tím không được khuyến nghị trong các tủ ATSH sử dụng tại các PXN Lao. Ngọn lửa hở Phải tránh sử dụng ngọn lửa hở trong tủ ATSH vì nhiệt gây nhiễu loạn dòng khí trong tủ. Nên có sẵn lò vi đốt hoặc lò đốt điện để khử trùng que cấy vi sinh; sử dụng các thiết bị đốt này tốt hơn ngọn lửa hở. Khuyến khích sử dụng que cấy và pipet dùng một lần. Tràn đổ Nên dán bản hướng dẫn của PXN về việc xử lý tràn đổ lên tường để tất cả nhân viên đọc và hiểu rõ. Khi có sự cố tràn đổ xảy ra trong tủ ATSH, nên để tủ tiếp tục chạy và tiến hành việc vệ sinh ngay. Nên sử dụng hóa chất khử trùng có hiệu quả theo phương pháp có thể hạn chế tối thiểu việc tạo ra khí dung. Nên khử nhiễm và thải bỏ đúng cách tất cả các vật liệu tiếp xúc với tác nhân bị tràn đổ. Chứng nhận Hoạt động chức năng và tính nguyên vẹn của tủ ATSH nên được chứng nhận theo các tiêu chuẩn kỹ thuật quốc tế hoặc quốc gia tại thời điểm lắp đặt, sau khi có bất kỳ sự di chuyển nào trong PXN, định kì (ít nhất là hàng năm) bởi người có đủ năng lực, theo các đặc điểm kỹ thuật của nhà sản xuất. Việc đánh giá tính hiệu quả khả năng ngăn chặn của tủ ATSH nên bao gồm thử nghiệm tính nguyên vẹn của tủ ATSH, tìm lỗ thủng của bộ lọc HEPA; các đánh giá về tốc độ dòng khí xuống, tốc độ bề mặt, áp suất âm và tốc độ gió, xác định hướng dòng

khí bằng khói, tín hiệu cảnh báo và mối liên quan giữa các bộ phận. Tốc độ của dòng khí đi qua cửa và tủ ATSH nên đáp ứng tiêu chuẩn kỹ thuật của nhà sản xuất. Các thử nghiệm tùy chọn có thể được tiến hành đối với sự rò điện, cường độ ánh sáng, cường độ ánh sáng cực tím, độ ồn và độ rung. Cần phải có đào tạo, các kĩ năng và thiết bị chuyên dụng để tiến hành các thử nghiệm này, đặc biệt khuyến nghị là các thử nghiệm phải do một người chuyên nghiệp, có kinh nghiệm tiến hành. Người này phải được đào tạo và có kinh nghiệm về tất cả các vấn đề của tủ ATSH. Vệ sinh và khử nhiễm khu vực làm việc Khi kết thúc công việc, nên khử nhiễm bề mặt và chuyển ra khỏi tủ tất cả các vật liệu trong tủ ATSH, bao gồm cả các thiết bị. Nên khử nhiễm các bề mặt bên trong tủ ATSH trước và sau mỗi lần sử dụng. Nên lau các bề mặt làm việc và các thành tủ bằng hóa chất khử trùng có thể tiêu diệt bất kỳ vi sinh vật nào có trong tủ. Khi kết thúc một ngày làm việc, nên khử nhiễm bề mặt bao gồm lau bề mặt làm việc và các thành trong, phía sau và bên trong cửa kính. Nếu sử dụng hóa chất khử trùng có tính ăn mòn như bleach thì cần lau lại lần thứ hai bằng nước vô trùng. Trước khi tắt, nên để tủ ATSH chạy trong vòng 15 phút sau khi công việc hoàn tất nhằm làm sạch không khí bên trong. Khử nhiễm Phải khử nhiễm cẩn thận ATSH trước khi thay bộ lọc và trước khi di chuyển;

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

việc khử nhiễm phải bao gồm cả khoang dẫn khí và bộ lọc. Xem tiêu chuẩn NSF/ANSI 49 – 2008 về quy trình và chi tiết của việc của nhiễm. Việc khử nhiễm nên do người có chuyên môn có đủ năng lực thực hiện. Cảnh báo Tủ ATSH có thể được trang bị một hoặc hai chuông cảnh báo. Chuông cảnh báo vị trí cửa trước chỉ có ở các tủ ATSH có cửa trượt. Chuông kêu khi nhân viên PXN kéo cửa đến một vị trí không đúng. Khi chuông kêu, phải kéo cửa tủ đến vị trí đúng. Chuông cảnh báo dòng khí báo hiệu dòng khí bình thường trong tủ bị ngăn cản. Chuông báo hiệu một mối nguy hiểm lập tức cho nhân viên hoặc mẫu xét nghiệm. Khi chuông này kêu, nhân viên nên dừng công việc ngay lập tức và thông báo cho quản lý PXN. Hướng dẫn của nhà sản xuất nên đề cập chi tiết hơn về cách xử lý khi có cảnh báo này. Việc đào tạo sử dụng tủ ATSH nên bao gồm cách xử lý khi gặp loại cảnh báo này.

được đậy kín ở trong tủ ATSH. Nên sử dụng máy ly tâm lạnh có cốc ly tâm văng để xử lý chủng vi khuẩn lao. Khi sử dụng máy ly tâm nhỏ (microcentrifuge) để tách chiết DNA, cần phải có roto an toàn có nắp đóng kín, nên cho mẫu vào và lấy mẫu ra khỏi máy này trong tủ ATSH. Máy ly tâm phải được kiểm tra định kỳ để phát hiện hao mòn, hỏng hóc; phải được bảo dưỡng theo hướng dẫn của nhà sản xuất.

6.3. Nồi hấp tiệt trùng Trong PXN lao có thực hiện xét nghiệm chẩn đoán nói chung, nồi hấp tiệt trùng sử dụng hơi nước bão hòa dưới áp suất cao là thiết bị tiệt trùng hiệu quả nhất, nồi hấp tiệt trùng được dùng để tiệt trùng dụng cụ, đồ thủy tinh và môi trường lỏng; nó cũng được sử dụng để khử nhiễm các vật liệu sinh học (như các chủng vi khuẩn lao). Hai yếu tố cần thiết để nồi hấp tiệt trùng hoạt động tốt là: (1) tất cả không khí trong nồi hấp tiệt trùng được thay thế bằng hơi nước và (2) nhiệt độ phải đạt 121oC. Nên đặt nồi hấp tiệt trùng cách xa khu vực làm việc chính vì thiết bị này có thể gây ồn, nóng và giải phóng hơi nước. Nồi hấp tiệt trùng dùng để tiệt trùng vật liệu lây nhiễm nên có van xả khí được trang bị màng lọc vi khuẩn. Bộ lọc chịu được hấp tiệt trùng này nên bao gồm màng lọc (kích thước lỗ 0,2µm) lắp đặt trong hộp chịu được áp suất lớn; bộ lọc nên dễ thay thế. Bộ lọc này sẽ tự động được tiệt trùng trong mỗi chu trình tiệt trùng. Nồi hấp tiệt trùng PHẢI sẵn có ở mỗi PXN có tiến hành nuôi cấy vi khuẩn lao và lý tưởng nhất là đặt trong PXN ngăn chặn .

6.2. Máy ly tâm có cốc ly tâm (bucket) an toàn Quá trình ly tâm có thể tạo ra khí dung. Do đó, phải tuân thủ nghiêm ngặt các biện pháp an toàn khi vận hành máy ly tâm. Khi vận hành máy ly tâm, nắp phải đậy kín hoàn toàn. Việc sử dụng vòng đệm không có lỗ thoát khí sẽ đảm bảo nắp được đậy kín. Không mở nắp máy ly tâm trước khi roto dừng hoàn toàn. Roto phù hợp có nắp an toàn cho mỗi lỗ cắm. Phải đóng chặt nắp của mỗi cốc ly tâm và ống chứa mẫu trước khi vận hành máy ly tâm. Để ngăn chặn khí dung, nên cho mẫu vào và lấy mẫu ra khỏi cốc ly tâm

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Luôn luôn phải tuân thủ hướng dẫn vận

hành và vệ sinh của nhà sản xuất.

Bảng 4. Trang thiết bị an toàn được sử dụng khi xử lý mẫu tại PXN lao, các mối nguy hiểm tiềm tàng và đặc trưng an toàn Thiết bị Tủ an toàn sinh học Cấp I Nguy cơ hoặc nguy hiểm tiềm tàng Khí dung và văng bắn Đặc điểm an toàn

Cấp II

Khí dung và văng bắn

(Tủ làm việc có thông khí)

Khí dung và văng bắn

Máy ly tâm có cốc ly tâm an toàn hoặc roto có nắp kín Dụng cụ trợ pipet

Khí dung và tràn đổ Nguy hiểm từ hút pipet bằng miệng (ví dụ: nuốt phải tác nhân gây bệnh, hít phải khí dung tạo ra do hút pipet bằng miệng, thổi để đẩy dung dịch ra khỏi pipet hoặc nhỏ giọt từ pipet, nhiễm bẩn đầu pipet do người sử dụng ngậm vào)

 Luồng không khí đi vào vào (tốc độ dòng khí ở mặt trước) tối thiểu khi mở cửa làm việc theo khuyến nghị của nhà sản xuất; khí thải đi qua bộ lọc HEPA.  Bảo vệ con người và môi trường  Luồng không khí đi vào vào (tốc độ dòng khí ở mặt trước) tối thiểu khi mở cửa làm việc theo khuyến nghị của nhà sản xuất; khí thải đi qua bộ lọc HEPA.  Bảo vệ con người, mẫu bệnh phẩm (sản phẩm) và môi trường  Không thay thế cho tủ ATSH  Luồng không khí đi vào vào (tốc độ dòng khí ở mặt trước) tối thiểu khi mở cửa làm việc theo thông số kỹ thuật  Không có bộ lọc HEPA  Bảo vệ con người ở mức giới hạn  Ngăn chặn khí dung

 Dễ sử dụng  Kiểm soát nhiễm đầu hút của pipet; bảo vệ trợ pipet, người dùng và ống chân không.  Có thể tiệt trùng được  Kiểm soát rò rỉ từ đầu tip

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Thiết bị Lò vi đốt que cấy, que cấy dùng một lần

Nguy cơ hoặc nguy hiểm tiềm tàng Văng bắn từ que cấy chuyển

Đặc điểm an toàn  Lò vi đốt tiệt trùng que cấy bên trong ống ceramic hoặc thủy tinh bằng nhiệt do ga hoặc điện tạo ra  Sử dụng que cấy dùng một lần thì không cần lò vi đốt  Chống rò rỉ bằng nắp hoặc bọc lại  Bền  Hấp tiệt trùng được Hấp tiệt trùng được Cứng, chống đâm thủng Cứng Dụng cụ chứa lớp thứ nhất chống thấm và thứ hai ngấm dung dịch tràn đổ  Có vật liệu thấm ngăn chặn tràn đổ  Thiết kế được phê duyệt  Tiệt trùng nhiệt hiệu quả    

Dụng cụ chứa không rò rỉ để thu thập và vận chuyển vật liệu lây nhiễm trong một cơ sở để tiệt trùng Hộp đựng vật sắc nhọn Dụng cụ chứa dùng để vận chuyển giữa các PXN hoặc các Viện

Khí dung, tràn đổ, rò rỉ

Thương tích do bị đâm Phát tán vi sinh vật

Nồi hấp tiệt trùng (tự động hoặc thao tác bằng tay)

Mẫu nuôi cấy dương tính được tiệt trùng trước khi mang ra khỏi PXN HEPA-Bộ lọc hạt trong không khí hiệu năng cao, Tủ ATSH – Tủ an toàn sinh học

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

7. Quần áo và trang bị bảo hộ cá nhân Quần áo và trang bị bảo hộ cá nhân (PPE) có vai trò là hàng rào bảo vệ để giảm thiểu nguy cơ phơi nhiễm với khí dung, giọt bắn và sự cố do vật sắc nhọn. Lựa chọn quần áo và trang bị bảo hộ cá nhân phụ thuộc vào bản chất công việc. Nên luôn mặc quần áo bảo hộ khi làm việc trong PXN (xem hộp 6). Trước khi rời khỏi PXN, nhân viên phải cởi bỏ quần áo bảo hộ và rửa tay. Bảng 5 tổng hợp các loại trang bị bảo hộ cá nhân dùng trong PXN và khả năng bảo vệ của từng loại.

Bảng 5. Trang bị và quần áo bảo hộ cá nhân được sử dụng trong PXN lao Trang bị Nguy hiểm tiềm tàng Đặc điểm an toàn  Áo choàng PXN thường là áo dài tay và cải khuy phía trước để che chắn quần áo bình thường.  Nên sử dụng cho các hoạt động ở nơi có nguy cơ lây nhiễm lao thấp  Áo bảo hộ thường là áo dài tay, có bo tay (dài ít nhất 30mm) Lây nhiễm cho quần áo bình thường  Áo bảo hộ nên mở ở phía sau  Áo bảo hộ nên bao phủ quần áo bình thường  Các loại sẵn có bao gồm khẩu trang N95 (tiêu chuẩn Mỹ) và FFP2 (tiêu chuẩn Châu Âu); các loại thiết bị lọc không khí che nửa mặt hoặc cả mặt  Găng tay dùng một lần khi thao tác với tác nhân vi sinh bằng latex, vinyl, nitrile

Áo choàng PXN (coat)

Gây nhiễm sang quần áo bình thường

Áo choàng chuyên dụng (gown)

Trang bị bảo vệ đường hô hấp

Hít phải khí dung

Găng tay

Tiếp xúc trực tiếp với vi sinh vật

7.1. Áo bảo hộ Áo bảo hộ PXN cần có tay dài và mở ở phía sau. Khi kỹ thuật viên PXN đứng, áo bảo hộ phải rộng và dài xuống phía dưới chiều cao bàn xét nghiệm/bàn làm việc; áo phải che kín đùi của kỹ thuật

viên khi họ ngồi. Áo tái sử dụng cần được hấp tiệt trùng trước khi giặt. Không được mang áo bảo hộ về nhà giặt; dịch vụ giặt là cần được cung cấp ở gần PXN. Áo bảo hộ cần được thay đổi ít nhất 1 tuần/1 lần và ngay khi bị lây nhiễm lên áo.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Không được mặc áo bảo hộ ra khỏi PXN. Khu vực thay đồ nên ở có sẵn áo dự trữ. Tất cả nhân viên PXN cũng như những người khác vào PXN đều phải mặc áo bảo hộ. Quần áo bảo hộ không nên cất giữ trong tủ có khóa hoặc tủ để quần áo đi đường. Nên sẵn có áo bảo hộ dư trong trường hợp có lây nhiễm.

được để ở nơi thuận tiện, sạch sẽ, khô ráo, không bụi bặm và không được đeo khẩu trang bên ngoài PXN. Khi đã đeo khẩu trang, không bao giờ chạm vào mặt ngoài của khẩu trang. Nhân viên không để khẩu trang dưới cằm hoặc trên đầu khi nói chuyện hoặc điện thoại. Phải kiểm tra khẩu trang trước mỗi lần sử dụng để đảm bảo không có lỗ nào trừ những lỗ xung quanh chỗ dập dây và không bị rách, hỏng (có lỗ hở lớn do rách vật liệu lọc xung quanh chỗ dập dây được coi là hỏng). Phải kiểm tra cả dây đeo và van. Phải loại bỏ và thay ngay khẩu trang bị hỏng. Khẩu trang phẫu thuật không phải là trang bị bảo vệ đường hô hấp, không được chứng nhận như vậy và không thể bảo vệ một cách hiệu quả cho người thực hiện các xét nghiệm chẩn đoán bệnh lao có tạo ra khí dung. Loại khẩu trang này không được thiết kế để bảo vệ người đeo khỏi hít phải các hạt khí dung nhỏ vì thế không nên sử dụng.

7.2. Mặt nạ/Khẩu trang Thông thường, không phải đeo khẩu trang khi làm việc trong PXN lao. Tuy nhiên, nếu có thực hiện thao tác với chủng lao trong PXN ngăn chặn thì có thể cần sử dụng khẩu trang theo kết quả đánh giá nguy cơ. Ngay cả khi không thường xuyên sử dụng thì cũng phải luôn có sẵn khẩu trang trong PXN có tiến hành nuôi cấy đề phòng trường hợp có tai nạn sinh học nguy hại (như sự cố tràn đổ) xảy ra bên ngoài tủ ATSH. Nên có khẩu trang trong bộ dụng cụ xử lý sự cố tràn đổ. Không bao giờ sử dụng khẩu trang để thay thế cho tủ ATSH được vận hành và bảo dưỡng đúng. Nên đeo khẩu trang N95 (Tiêu chuẩn Hoa Kỳ NIOSH N95) hoặc FFP2 (Tiêu chuẩn Châu Ấu EN 149:2001) khi kết quả đánh giá nguy cơ xác định là cần thiết. Loại khẩu trang này nhẹ, dùng một lần, che mũi và miệng và lọc được 9495% các hạt có kích thước ≥ 0,3-0,4µm. Nếu sử dụng khẩu trang trong PXN, cần đào tạo và hướng dẫn tất cả các nhân viên về cách sử dụng, kiểm tra độ khít và hạn chế của khẩu trang. Lý tưởng nhất là nhân viên nên được đánh giá độ khít khi đeo khẩu trang để đảm bảo không có khe hở. Những người để râu không nên sử dụng khẩu trang. Khẩu trang phải

7.2.1. Đeo khẩu trang Nhân viên sử dụng khẩu trang phải được đào tạo. Họ phải được dạy để:  đặt khẩu trang vào lòng bàn tay, phần chụp vào vùng mũi trên đầu ngón tay, dây đeo để tự do; đặt khẩu trang vào dưới cằm, phần chụp vào mũi ở phía trên; kéo dây trên qua đầu, đặt phía sau đầu; kéo dây phía dưới qua đầu, đặt ở gáy, bên dưới tai; đặt các ngón tay của cả hai tay lên trên thanh kim loại, dùng hai bàn tay làm cho khẩu trang khít vào vùng mũi bằng cách vừa ấn



CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

vừa di chuyển đều các ngón tay cả hai bên từ trên xuống. Thao tác bằng một tay làm khẩu trang không khít, hiệu quả lọc kém; luôn phải dùng cả hai tay.

người. Găng tay nên vừa, thoải mái nhất có thể và cần trùm được cả cổ tay. Găng tay dùng một lần không được tái sử dụng và khi đã sử dụng thì phải loại bỏ cùng với chất thải lây nhiễm. Cần phải có nguồn cung cấp găng tay đáng tin cậy. Không đeo găng tay bên ngoài PXN. Nhân viên cần tháo bỏ găng tay, rửa tay bằng nước và xà phòng sau khi thao tác với vật liệu lây nhiễm, làm việc trong tủ ATSH và trước khi rời khỏi PXN.

7.2.2. Tháo khẩu trang Nên tháo găng tay và rửa tay cẩn thận trước khi tháo tháo khẩu trang. Chỉ chạm vào dây khẩu trang. Nên tránh chạm vào mặt ngoài của khẩu trang.

7.3. Găng tay Luôn phải đeo găng tay khi thực hiện các thao tác có tiếp xúc trực tiếp hoặc có thể tiếp xúc với mẫu máu, đờm, dịch cơ thể hoặc vật liệu lây nhiễm tiềm tàng khác. Sau khi sử dụng, phải tháo găng tay và rửa tay. Găng tay bị nhiễm (và tay chưa rửa) có thể là nguồn lây nhiễm cho người khác nếu người đeo găng tay bị nhiễm hoặc chưa rửa tay cầm nắm hay vận hành thiết bị trong PXN (chẳng hạn như máy ly tâm hoặc điện thoại). Rửa tay thường xuyên là cần thiết để phòng ngừa nhiều loại lây nhiễm liên quan đến PXN bao gồm cả các tác nhân gây bệnh qua đường máu. Có thể sử dụng găng tay dùng một lần bằng latex, vinyl không có latex (sạch) hoặc nitrile, cần phải có sẵn các cỡ phù hợp (nhỏ, trung bình hoặc lớn) cho từng

7.3.1. Tháo găng tay Nhân viên PXN cần phải được đào tạo về các bước tháo găng tay như sau:  cởi một găng tay bằng cách nắm vào phần dưới cổ tay, vửa cởi vừa cuộn găng tay để mặt trong lộn ra ngoài. Việc này giúp giữ các chất lây nhiễm ở phía trong. Dùng tay vẫn đeo găng để cầm găng tay vừa tháo. Cẩn thận luồn ngón tay của bàn tay đã tháo găng vào trong cổ tay đeo găng, lưu ý không chạm vào bề mặt găng tay bị nhiễm. Cởi găng tay bằng cách lộn mặt trong ra ngoài, tạo thành cái túi bao lấy găng tay nhiễm bẩn. loại bỏ găng tay đúng cách và an toàn



CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Hộp 6. Hướng dẫn sử dụng găng tay và khẩu trang theo mức độ nguy cơ của phòng xét nghiệm lao Hướng dẫn này tóm tắt các yêu cầu tối thiểu về sử dụng các trang bị này ở các cấp độ ATSH khác nhau trong PXN lao Khẩu trang Bình thường không phải sử dụng khẩu trang khi làm việc tại PXN lao nhưng có thể cần sử dụng phụ thuộc vào kết quả đánh giá nguy cơ tiến hành tại địa phương hoặc tuyến trung ương. Kết quả đánh giá nguy cơ có thể đưa ra khuyến nghị sử dụng khẩu trang khi thao tác với chủng lao hoặc tiến hành xét nghiệm tính kháng thuốc (DST) trong PXN ngăn chặn. Những thiết bị hỗ trợ này không được sử dụng để thay thế việc thao tác trong tủ ATSH Găng tay Phải đeo găng tay khi làm việc với bất kỳ mẫu bệnh phẩm nào có nguy cơ lây nhiễm tiềm tàng hoặc thao tác nuôi cấy mẫu có chứa vi khuẩn lao Trang bị bảo hộ cá nhân Mặt nạ PXN lao nguy cơ thấp Không yêu cầu PXN lao nguy cơ trung bình Không yêu cầu PXN lao nguy cơ cao (PXN ngăn chặn) Có thể yêu cầu theo kết quả đánh giá nguy cơ

Khẩu trang phẫu thuật Găng tay

Không được thiết kế để bảo vệ người dùng khỏi hít phải khí dung lây nhiễm vì thế không nên sử dụng để bảo vệ đường hô hấp Yêu cầu Yêu cầu Yêu cầu

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

8. Kế hoạch phòng ngừa và xử lý sự cố Bất kì cơ sở nào có lưu giữ hoặc làm xét nghiệm liên quan đến chủng vi khuẩn lao đều cần phải lập kế hoạch phòng ngừa sự cố để xử lý các sự cố và tai nạn. 5. cơ sở y tế tiếp nhận, điều trị và theo dõi người bị phơi nhiễm hoặc lây bệnh 6. vận chuyển người bị phơi nhiễm và lây bệnh 7. Làm thế nào để cung cấp các thiết bị sử dụng trong trường hợp khẩn cấp, như trang bị bảo hộ cá nhân, hóa chất và bộ xử lý tràn đổ tác nhân sinh học, thiết bị và vật tư để khử nhiễm

8.1. Kế hoạch phòng ngừa sự cố Kế hoạch này nên bao gồm các quy trình: • đáp ứng với các thảm họa tự nhiên, như cháy, lũ lụt, động đất hoặc nổ • đánh giá nguy cơ cho bất kì quy trình mới hoặc được chỉnh sửa nào • quản lý phơi nhiễm và khử nhiễm • sơ tán khẩn cấp cho mọi người • xử trí khẩn cấp cho người bị phơi nhiễm và bị thương • giám sát y tế đối với người bị tai nạn • điều trị cho người bị tai nạn • điều tra dịch tễ • hoạt động tiếp theo sau sự cố.

8.2. Các quy trình xử lý sự cố cho phòng xét nghiệm Lao 8.2.1. Tràn đổ vật liệu lây nhiễm (bên ngoài tủ an toàn sinh học) Sự cố tràn đổ vật liệu lây nhiễm bên ngoài tủ ATSH được coi là một sự cố nghiêm trọng. Tràn đổ dung dịch lây nhiễm sẽ tạo ra khí dung chứa tác nhân gây bệnh. Tất cả mọi người nên ngay lập tức rời khỏi khu vực PXN bị ảnh hưởng. Nên thông báo ngay cho quản lý PXN, nhân viên không được vào PXN trong vòng ít nhất 1 giờ để cho khí dung được loại bỏ qua hệ thống thông khí của PXN và các hạt nặng hơn có thời gian để lắng xuống. Nên có biển báo cấm vào trong quá trình xử lý. PHẢI sử dụng quần áo bảo hộ trang bị bảo vệ đường hô hấp phù hợp. Nên sử dụng quy trình xử lý sự cố tràn đổ sau: 1. Đeo găng tay, khẩu trang và mặc đồ bảo hộ chuyên dụng. 2. Quay trở lại khu vực tràn đổ 3. Phủ lên vết tràn đổ bằng vải hoặc giấy thấm để thấm dịch 4. Đổ dung dịch hóa chất khử trùng

Những điểm cần xem xét đưa vào kế hoạch: 1. nơi có nguy cơ cao, như khu vực PXN và kho 2. xác định nhân viên và những người có nguy cơ 3. xác định các quy trình theo mức độ nguy cơ 4. xác định người chịu trách nhiệm và nhiệm vụ của họ, như nhân viên ATSH, nhân viên an toàn, y tế địa phương, bác sỹ, nhà vi sinh học, bác sỹ thú y, nhà dịch tễ học, cảnh sát, phòng cháy chữa cháy.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

phù hợp lên trên giấy thấm và gần xung quanh (thông thường, dung dịch bleach 5% là phù hợp) Đổ chất khử trùng bắt đầu từ bên ngoài chỗ tràn đổ dần vào bên trong Chờ đủ thời gian cho chất khử trùng hoạt động trước khi thu dọn các vật liệu để xử lý. Nếu có mảnh thủy tinh vỡ hoặc các vật sắc nhọn khác, sử dụng cái hót rác hoặc một mảnh bìa caton cứng để thu dọn các vật liệu này và cho chúng vào hộp đựng chất thải sắc nhọn để xử lý. Cho các vật liệu bị nhiễm khác vào túi, buộc kín để xử lý một cách phù hợp Làm sạch và khử trùng khu vực tràn đổ

Nên làm sạch bất kì thiết bị hoặc vật liệu tái sử dụng nào (ví dụ, các cốc li tâm) đã bị văng bắn chất lây nhiễm bằng chất khử trùng tương tự. Thiết bị điện nên được kiểm tra cẩn thận trước khi được sử dụng; kiểm tra tính nguyên vẹn của aptomat quá tải và aptomat chống rò điện. Thu dọn các vật liệu bị nhiễm khác vào túi đựng chất thải, buộc kín để xử lý phù hợp

8.2.3. Vỡ ống nghiệm trong cốc ly tâm kín (cốc an toàn) Luôn sử dụng các cốc ly tâm kín, cho vào và lấy ra trong tủ ATSH. Nếu xảy ra đổ vỡ trong khi ly tâm, phải cho ống bị vỡ vào hộp đựng chất thải sắc nhọn và và xử lý ngay. Khử trùng cốc ly tâm bằng cách ngâm trong dung dịch khử trùng phù hợp. Không sử dụng dung dịch tẩy rửa để khử trùng vật liệu kim loại vì chúng có khả năng ăn mòn. Có thể sử dụng biện pháp hấp tiệt trùng để thay thế.

Tất cả những người bị phơi nhiễm với dung dịch tràn đổ nên được tư vấn bác sĩ; nên lưu giữ báo cáo sự cố.

8.2.2. Tràn đổ vật liệu lây nhiễm (trong tủ an toàn sinh học) Khi xảy ra sự cố tràn đổ vật liệu lây nhiễm trong ATSH, nên bắt đầu xử lý ngay, để tủ ATSH tiếp tục chạy. 1. Phủ giấy thấm lên chỗ bị tràn đổ, sử dụng dung dịch khử trùng phù hợp. Nếu bị văng bắt lên thành tủ ATSH, lau sạch bằng khăn hoặc giấy thấm có tẩm dung dịch khử trùng phù hợp Để chỗ bị ảnh hưởng tiếp xúc với chất khử trùng trong vòng 30 phút đến 1 giờ Cẩn thận thu dọn vật liệu sắc nhọn bị nhiễm và cho chúng vào hộp đựng chất thải sắc nhọn để xử lý

8.3. Bộ xử lý sự cố tràn đổ Quản lý PXN có trách nhiệm duy trì bộ xử lý sự cố tràn đổ. Nên chuẩn bị hai hộp xử lý sự cố tràn đổ, một bộ đặt ở bên ngoài PXN ngăn chặn, một bộ đặt ở bên trong PXN. Bộ xử lý này nên bao gồm các dụng cụ được liệt kê dưới đây. Bộ xử lý sự cố tràn đổ:

• Dung dịch Hypochlorite đựng trong một lọ tối màu (hoặc dung dịch khử trùng phù hợp khác) • Khẩu trang (1 hộp) • Găng tay (1 hộp)

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

• Áo choàng chuyên dụng PXN (4-6 cái áo choàng dùng 1 lần) • Hót rác và chổi (cho việc thải bỏ nếu cần) • Viên chloramine (10 viên) • Giấy thấm • Xà phòng

• Hộp đựng chất thải sắc nhọn • Túi đựng chất thải lây nhiễm • Kính (2 cái) Hypochlorite dạng dụng dịch có hạn sử dụng ngắn. Đối với sự cố tràn đổ lớn, nên pha dung dịch khử trùng ngay tại thời điểm xử lý sự cố.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

9. Tài liệu tham khảo 1. WHO handbook for guideline development. Geneva: World Health Organization, 2012. 2. Laboratory biosafety manual, 3rd edition. Geneva: World Health Organization, 2004 (WHO/CDS/CSR/LYO/2004.11). (Also available from http://www.who.int/csr/resources/publications/biosafety/en/Biosafety7.pdf.) 3. Laboratory biorisk management standard: CEN workshop agreement. Brussels, European Committee for Standardization, 2008 (CWA 15793:2008). (Also available from ftp://ftp.cenorm.be/public/CWAs/wokrshop31/CWA15793.pdf.) 4. Styblo K. Epidemiology of tuberculosis. The Hague, Royal Netherlands Tuberculosis Association, 1991. 5. Olsen AM et al. Infectiousness of tuberculosis. American Review of Respiratory Disease, 1967, 96:836–870. 6. Qian Y et al. Performance of N95 respirators: reaerosolization of bacteria and solid particles. AIHA Journal, 1997, 58:876–880. 7. Segal-Maurer S, Kalkut GE. Environmental control of tuberculosis: continuing controversy. Clinical Infectious Diseases, 1994, 19:299–308. 8. Miller JM et al. Guidelines for safe work practices in human and animal medical diagnostic laboratories: recommendations of a CDC-convened, biosafety blue ribbon panel. MMWR Surveillance Summaries, 2012, 61(Suppl.):1-102. 9. Rieder L et al. Priorities for tuberculosis bacteriology services in low-income countries, 2nd ed. Paris, International Union Against Tuberculosis and Lung Disease. 2007. 10. Kim SJ et al. Risk of occupational tuberculosis in national tuberculosis programme laboratories in Korea. International Journal of Tuberculosis and Lung Diseases, 2007, 11:138–142. 11. Laboratory services in tuberculosis control. Part II: microscopy. Geneva, World Health Organization, 2008 (WHO/TB/98.258). 12. Acid-fast direct smear microscopy training package. Atlanta, GA, Centers for Disease Control and Prevention, 2006 (http://wwwn.cdc.gov/dls/ila/acidfasttraining, accessed 12 October 2012). 13. Five steps to risk assessment. London, Health and Safety Executive, 2011. (Also available from http://www.hse.gov.uk/risk/expert.htm.) 14. Collins HC. Laboratory-acquired infections, 2nd ed. London, Butterworth, 1988. 15. Rieder HL et al. The public health service national tuberculosis reference laboratory and the national laboratory network: minimum requirements, role and operation in a low-income country. Paris, International Union Against Tuberculosis and Lung Disease, 1998. 16. Tuberculosis infection-control in the era of expanding HIV care and treatment: addendum to WHO guidelines for the prevention of tuberculosis in health care facilities in resource-limited

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

settings. Geneva, World Health Organization, 1999 (Also available from http://whqlibdoc. who.int/hq/1999/WHO_TB_99.269_ADD_eng.pdf.) 17. Ventilated workstation manual for AFB smear microscopy: manufacturing, validation and user guide. Silver Spring, MD, Association of Public Health Laboratories, 2011 (http://www.aphl.org/aphlprograms/global/Documents/GH_2011July_VentilatedWorkstationG uidance.pdf, accessed 12 October 2012). 18. Standards Australia International. AS/NZS2252.1:1994, Biological safety cabinets – biological safety cabinets (Class I) for personal and environment protection. Sydney, Standards Australia International, 1994. 19. Standards Australia International. AS/NZS 2252.2:1994, Biological safety cabinets – laminar ﬂ ow biological safety cabinets (Class II) for personnel, environment and product protection, Sydney, Standards Australia International, 1994. 20. NSF/ANSI 49 – 2008. Biosafety cabinetry: design, construction, performance, and ﬁ eld certiﬁcation. Ann Arbor, MI, NSF International, 2008.(Also available from http://standards. nsf.org/apps/group_public/download.php/3604/NSF_49-08e-rep-watermarked.pdf.) 21. BS EN 12469:2000. Biotechnology: Performance criteria for microbiological safety cabinets. London, British Standards Institution,2000.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Phụ lục 1. Các đại biểu tham dự Nhóm chuyên gia Jenny Allen Medical Research Council 491 Ridge Road, Durban 4000 South Africa Heather Alexander Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Daniela Cirillo Emerging Bacterial Pathogens Unit San Raffaele del Monte Tabor Foundation (HSR) Via Olgettina 60 20132- Milan Italy Philippe Dubois Cellule d’Intervention Biologique d’Urgence Institut Pasteur 25 rue du Docteur Roux 75015 Paris France Jean Joly Centre de Santé et de Services Sociaux de la Haute-Yamaska 250 boulevard Leclerc Oeust Granby, QC J2G 1T7 Canada Scott Kreitlein CUH2A 120 Peachtree Street, NE Atlanta, GA 30303 United States of America Christopher Gilpin International Organization for Migration Route de Morillons Geneva 1211 Switzerland Sang Jae Kim International Union Against Tuberculosis and Lung Disease (IUATLD) 101-703 Unjeongmaul, 621 Mabukri Guseongup, Yonginsi 449-560- Kyeonggido Republic of Korea Moses Joloba National TB Reference Laboratory Ministry of Health 16041, Plot 2 Lourdel Road 7062 - Wandegeya Uganda Paul Jensen Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Shana Nesby Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America CN Paramasivan Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Knut Feldmann Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Atlanta, GA 30333 United States of America Thomas M Shinnick Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Peter van’t Erve Particle Measurement and Validation (PMV) Kuipersweg 37 3446 JA Woerden The Netherlands

Switzerland John Ridderhof Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE WHO Headquarters staff May Chu, International Health Regulations Sébastien Cognat, International Health Regulations Nicoletta Previsani, International Health Regulations Jean Iragena, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Veronique Vincent, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Karin Weyer, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening WHO Special Programme for Research and Training in Tropical Diseases (TDR) Andy Ramsay

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Phụ lục 2. Các công bố liên quan None declared John Ridderhof Thomas M Shinnick Knut Feldmann CN Paramasivan Daniela Cirillo Sang Jae Kim Christopher Gilpin Moses Joloba Shanna Nesby Jenny Allen Philippe Dubois Declared, insignifi cant (observer status) Jean Joly: Consultant for WHO Special Paul Jensen: Employee of United States Centers for Disease Control and Prevention since 1987. Biosafety is a core function of his CDC role and he has published on the subject. He has never received fi nancial or in-kind support from commercial entities involved in biosafety. Declared, signifi cant (observer status) Peter van’t Erve: Employee Particle Measurement and Validation since 1989. This is a validation company for cleanrooms, laboratories, biosafety cabinets and laminar fl ow cabinets.

Scott Kreitlein: Employee at CUH2A 2001.This is a laboratory Programme in Research and Training in since architectural and engineering firm. Mr Tropical Kreitlein declared his involvement in the Diseases (TDR) on syphilis in 2007. establishment of guidelines on biosafety.

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

Phụ lục 3: Nhóm tham gia xem xét Heather Alexander Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Pawan Angra Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Daniela Cirillo Emerging Bacterial Pathogens Unit San Raffaele del Monte Tabor Foundation (HSR), Via Olgettina 60 20132- Milan Italy Gerrit Coetzee National Tuberculosis Reference Laboratory National Health Laboratory Service P.O. Box 1038 Cnr Hospital De Karte Street Braamfontein 2000 Johannesburg South Africa Edward Desmond Mycobacteriology and Mycology Section Microbial Diseases Laboratory California Dept. of Public Health 850 Marina Bay Parkway Richmond, CA 94804 United States of America Sara Irène Eyangoh Chargé de recherche Chef de service de Mycobactériologie Knut Feldmann Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Rumina Hasan Department of Pathology and Microbiology Aga Khan University Stadium Road P.O. Box 3500 Karachi, 748000 Pakistan Moses Joloba National TB Reference Laboratory Ministry of Health 16041, Plot 2 Lourdel Road 7062 - Wandegeya Uganda Satoshi Mitarai Research Institute of Tuberculosis 3-1-24 Matsuyama Kiyose-Shi 204-8533 Tokyo Japan Rick O’Brien Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Daniel Orozco Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland CN Paramasivan

CẨM NANG AN TOÀN SINH HỌC PHÒNG XÉT NGHIỆM LAO

LNR du PNLT Centre Pasteur du Cameroun BP 1274 Yaoundé Cameroon Leen Rigouts Institute of Tropical Medicine Nationalestraat 155 B-2000 Antwerp Belgium Thomas M Shinnick Centers for Disease Control and Prevention 1600 Clifton Road MS-G35, NE Atlanta, GA 30333 United States of America Akos Somoskovi Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Maria Alice da Silva Telles TB National Reference Laboratory Centro de Referência Prof. Hélio Fraga Estrada de Curicica no. 2000 Jacarepaguà RJ 22780-192 Rio de Janeiro Brazil

Foundation for Innovative New Diagnostics 16 Avenue de Budé 1202 Geneva Switzerland Elsie Van Schalkwyk African Centre for Integrated Laboratory Training (ACILT) National Health Laboratory Service National Institute for Communicable Diseases 1 Modderfontein Rd Private Bag X8 Sandringham 2131 Johannesburg South Africa WHO Headquarters staff Nicoletta Previsani, International Health Regulations Magdi Samaan, International Health Regulations Jean Iragena, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Fuad Mirzayev, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Wayne van Gemert, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening Christopher Gilpin, Stop TB Unit for Laboratory Strengthening

Основные сведения

Организация Всемирная организация здравоохранения (ВОЗ / WHO)

Тип документа Publications

Дата принятия 31 декабря 2012 г.

Источник Всемирная организация здравоохранения