Procédure opératoire standard pour évaluer la sensibilité aux insecticides des moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS Version: WHO Tube test/01/14 January 2022
1POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS 1. Introduction, champ d’application et objectifs Cette procédure opératoire standard (POS) décrit le protocole à suivre pour évaluer la sensibilité des moustiques vecteurs adultes aux insecticides à l’aide du test en tubes de l’Organisation mondiale de la Santé (OMS). Ce test biologique est un test de réponse directe à l’exposition, mesurant la mortalité des moustiques 24 heures après 1 heure d’exposition à une concentration standard connue d’un insecticide (par exemple la concentration discriminante) . Cette méthode doit être utilisée pour tester la sensibilité des moustiques aux insecticides qui peuvent être imprégnés sur des papiers filtres. Pour les insecticides qui sont instables sur des papiers filtres ou qui ne peuvent pas être imprégnés sur des papiers filtres, il est nécessaire d’utiliser à la place la méthode de test biologique en bouteilles de l’OMS (voir POS Bottle- bioassay/01/14 January 2022). Cette POS fournit des instructions sur la préparation du matériel, l’exposition des moustiques, l’enregistrement et l’interprétation des résultats du test. Pour ce test, il est nécessaire de disposer de papiers filtres imprégnés de concentrations discriminantes (CD) d’insecticides. Il est possible de se procurer des papiers filtres imprégnés de concentrations discriminantes validées de divers insecticides, ainsi que des kits de test pour la réalisation des tests en tubes de l’OMS auprès de la Vector Control Research Unit de l’Universiti Sains Malaysia (USM) (http://www.inreskit.usm.my). 2. Matériel, réactifs et consommables Le matériel nécessaire pour ce test biologique peut être utilisé de nombreuses fois, à l’exception des papiers imprégnés, qui ne doivent pas être utilisés plus de 6 fois. Un kit de test diagnostic standard pour moustiques (adultes) fourni par l’USM comprend les éléments suivants, qui peuvent également être achetés séparément selon les besoins : 6 tubes d’observation à pastille verte 2 tubes témoins à pastille jaune 4 tubes d’exposition à pastille rouge 6 attaches (anneaux) en acier pour maintenir les feuilles de papier blanc dans les tubes d’observation 6 attaches (anneaux) en cuivre pour maintenir les papiers imprégnés d’insecticide ou d’huile (témoin) dans les tubes d’exposition 6 dispositifs d’obturation à plaque coulissante 40 morceaux de papier blanc de 15 cm x 12 cm pour tapisser les tubes d’observation 2POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS 2 tubes aspirants en verre, droits 2 tuyaux en caoutchouc de 60 cm de long 2 embouts buccaux pour les tubes aspirants 1 rouleau de ruban adhésif 1 étiquette En complément, il est également possible de se procurer si nécessaire des papiers imprégnés auprès de l’Universiti Sains Malaysia (USM). Le contenu comprend les éléments suivants : Papiers imprégnés : chaque boîte contient 8 morceaux de papier imprégné d’insecticide (voir les concentrations discriminantes standard dans les Tableaux 1 et 2). Papiers témoins : chaque boîte contient 8 morceaux de papier imprégné d’huile de support à utiliser comme témoin. (Pour tester le pirimiphos-méthyl, utiliser du papier filtre Whatman no 1 imprégné d’acétone uniquement selon les recommandations du fabricant ) Les matériels suivants doivent être procurés localement par le laboratoire qui effectue le test : tulles moustiquaires 1 cage pour conserver les moustiques femelles (25 idéalement) 6 morceaux de papier blanc propre (12 cm x 15 cm) 1 aspirateur à bouche ou un aspirateur mécanique glucose pour préparer une solution de sucre à 10 % (p/v) dans l’eau coton de qualité médicale 3POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS minuteur (chronomètre) contrôleurs/enregistreurs de données d’humidité et de température étalonnés et traçables marqueurs indélébiles pour l’étiquetage des tubes salle de test ou insectarium climatisé à 27°C ± 2°C et 75 % ± 10 % d’humidité relative équipement de protection individuelle approprié (p. ex. blouse de laboratoire, gants en latex) acétone ou alcool (pour le nettoyage de la verrerie et de la table de travail) nettoyant antibactérien tel que de l’alcool isopropylique à 70 % ou de l’éthanol 4POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS Tableau 1. CD des insecticides pour les tests en tube de l’OMS avec des moustiques du genre Anopheles Classe d’insecticide Insecticide Espèces pour lesquelles les CD sont validées CD pour 1 h d’expositiona(%) Huile de support/ solvant Pyréthrinoïdes Alpha- cyperméthrine An. funestus s.s., An. gambiae s.s. et An. minimus 0,05% Huile de silicone An. albimanus and An. stephensi 0,30% Huile de silicone Cyfluthrine An. aconitus, An. albimanus, An. arabiensis, An. dirus, An. freeborni, An. gambiae s.s., An. maculatus, An. minimus et An. stephensi 0,15% Huile de silicone Deltaméthrine An. aconitus, An. albimanus, An. arabiensis, An. dirus, An. freeborni, An. gambiae s.s., An. maculatus, An. minimus et An. stephensi 0,05% Huile de silicone Étofenprox An. aconitus, An. albimanus, An. arabiensis, An. dirus, An. freeborni, An. gambiae s.s., An. maculatus et An. stephensi 0,50% Huile de silicone Lambda- cyhalothrine An. aconitus, An. albimanus, An. arabiensis, An. dirus, An. freeborni, An. gambiae s.s., An. maculatus, An. minimus et An. stephensi 0,05% Huile de silicone An. sacharovi 0,10% Huile de silicone Perméthrine 40:60 An. aconitus, An. albimanus, An. arabiensis, An. dirus, An. freeborni, An. gambiae s.s., An. maculatus, An. minimus et An. stephensi 0,75% Huile de silicone Carbamates Bendiocarbe Données spécifiques aux espèces indisponibles 0,10% Huile d’olive Carbosulfan Données spécifiques aux espèces indisponibles 0,40% Huile d’olive Propoxur Données spécifiques aux espèces indisponibles 0,10% Huile d’olive Organochlorés DDT Données spécifiques aux espèces indisponibles 4,00% Huile Risella Dieldrine Données spécifiques aux espèces indisponibles 4,00% Huile Risella An. sacharovi 4,00% Huile Risella Organophosphorés Fénitrothion Données spécifiques aux espèces indisponibles 1,00% b Huile d’olive Malathion Données spécifiques aux espèces indisponibles 5,00% Huile d’olive Pirimiphos- méthyl An. albimanus, An. stephensi, An. minimus et An. funestus s.s. 100 mg/m² c Acétone uniquement An. gambiae s.s. 170 mg/m² c Acétone uniquement a Ces CD sont issues des recommandations historiques de l’OMS, à l’exception des CD pour l’alpha-cyperméthrine et le pirimiphos-méthyl, qui ont été validées dans une étude multicentrique récente de l’OMS (1). b Le fénitrothion nécessite une période d’exposition de 2 heures, au lieu d’une heure c Ces CD sont exprimées en mg/m2, car aucune huile porteuse n’est utilisée pour traiter les papiers avec le pirimiphos-méthyl. 5POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS Tableau 2. CD des insecticides pour les tests en tubes de l’OMS avec des moustiques du genre Aedes Classe d’insecticide Insecticide Espèces pour lesquelles les CD sont validées CD pour 1 h d’expositiona (%) Huile de support/ solvant Pyréthrinoïdes Alpha- cyperméthrine Ae. aegypti 0,05% Huile de silicone Ae. albopictus 0,08% Huile de silicone Deltaméthrine Ae. aegypti et Ae. albopictus 0,03% Huile de silicone Lambda- cyhalothrine Ae. aegypti 0,05% Huile de silicone Ae. albopictus 0,08% Huile de silicone Perméthrine 40:60 Ae. aegypti et Ae. albopictus 0,4% Huile de silicone Carbamates Bendiocarbe Ae. aegypti et Ae. albopictus 0,20% Huile d’olive Organophosphorés Chlorpyrifos- éthyl Ae. aegypti et Ae. albopictus 1,00% Huile d’olive Pirimiphos- méthyl Ae. aegypti et Ae. albopictus 60 mg/m² b Acétone uniquement Malathion Ae. aegypti 1,5% Huile d’olive Ae. albopictus 5% Huile d’olive a Ces CD ont été validées au cours d’une étude multicentrique récente de l’OMS (1). b Ces CD sont exprimées en mg/m2, car aucune huile porteuse n’est utilisée pour imprégner les papiers avec le pirimiphosméthyl. Tableau 3. CD des insecticides pour les tests en tubes de l’OMS avec les moustiques Culex quinquefasciatus Classe d’insecticide Insecticide CD pour l’expositiona (%) Temps d’exposition Huile de support Organochlorés DDT 4% 4 h Huile Risella Pyréthrinoïdes Deltaméthrine 0,025% 1 h Huile de silicone Lambda-cyhalothrine 0,025% 1 h Huile de silicone Perméthrine 0,25% 3 h Huile de silicone Carbamates Propoxur 0,10% 1 h Huile d’olive Organophosphorés Fénitrothion 1% 2 h Huile d’olive Malathion 5% 1 h Huile d’olive a Ces CD sont issues des recommandations historiques de l’OMS et seront actualisées prochainement. 6POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS 3. Santé, sécurité et protection de l’environnement Avant d’utiliser un composé chimique, le personnel de laboratoire doit lire et comprendre l’évaluation des risques, les fiches de données de sécurité et la réglementation relatives aux substances dangereuses pour la santé pour chaque produit chimique utilisé. Le personnel doit porter en permanence des équipements de protection individuelle appropriés lors de la manipulation d’insecticides, notamment une blouse de laboratoire, des gants, des lunettes de sécurité et un masque facial lors de la pesée des produits chimiques. S’assurer que toutes les surfaces de travail sont exemptes d’autres matériaux et nettoyées avant de réaliser le test. Tout le personnel travaillant dans le laboratoire doit avoir reçu une formation initiale aux techniques de laboratoire et la formation doit être documentée dans son dossier de formation. Mettre à la poubelle tous les déchets de manière appropriée en respectant les directives de sécurité nationales ou institutionnelles. Pendant le travail sur les moustiques, minimiser la fuite des moustiques en gardant toutes les portes et fenêtres fermées. Si des moustiques s’échappent, utiliser immédiatement une tapette électrique pour les électrocuter. 4. Les moustiques Ce test biologique nécessite 150 moustiques femelles adultes non nourris de sang, âgés de 3 à 5 jours. Il est nécessaire de faire jeûner les moustiques pendant 2 heures avant de les soumettre au test. Pendant l’élevage, les moustiques doivent être bien nourris et maintenus dans des cuvettes non surchargées aux stades larvaires et dans des cages non surchargées au stade adulte. Ceci est important pour minimiser la mortalité due à des causes autres que l’exposition à l’insecticide. Pendant la période d’exposition, il est important que le nombre de moustiques par tube soit de 25 ou aussi proche que possible de 25, mais il ne doit pas dépasser 25, ceci pour éviter une surpopulation à l’intérieur du tube. 7POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS 5. Protocole de test Étape 1 : Étiquetage des tubes Le kit de test en tubes de l’OMS comporte des tubes en plastique. Trois types de tubes sont livrés avec un kit de test de l’OMS : • Le tube d’observation, dans lequel un papier blanc propre est inséré, est identifié par une pastille verte. • Le tube témoin, dans lequel un papier filtre traité à l’huile ou à l’acétone est inséré, est identifié par une pastille jaune. • Le tube d’exposition, dans lequel un papier traité à l’insecticide est inséré, est identifié par une pastille rouge. 5.1. Coller sur chaque tube à pastille verte, jaune et rouge une étiquette autocollante portant les informations indiquées dans les exemples d’étiquettes pour chaque type de tube (voir ci-dessous). Utiliser un stylo marqueur permanent pour écrire sur l’étiquette. Ces informations sont importantes pour s’assurer que les papiers n’ont pas dépassé la date limite d’utilisation et ni le nombre maximal d’utilisations. Remarque : le numéro de lot, la date d’imprégnation du papier et la date limite d’utilisation sont inscrits sur les boîtes de papier filtre s’ils proviennent de l’USM. Si les papiers sont imprégnés dans le laboratoire de test, la date d’imprégnation et la date limite d’utilisation doivent avoir été écrites manuellement sur une étiquette et collées sur l’emballage en papier ou le récipient de stockage. Des exemples d’étiquettes pour les tubes sont présentés ci-dessous. Les investigateurs pourraient vouloir en utiliser certaines en fonction des dispositifs de test mis en place. a) ) Pour un tube d’observation à pastille verte : Date du test (jj/mm/aaaa) : No du tube d’observation : Initiales de l’opérateur du test : b) Pour un tube témoin à pastille jaune : Date du test (jj/mm/aaaa) : No du tube témoin : Témoin utilisé : No de lot du papier témoin : Date d’imprégnation du papier (jj/mm/aaaa) : Date limite d’utilisation du papier (jj/mm/aaaa) : Date de la première utilisation (jj/mm/aaaa) : Nbre d’utilisations passées de ce papier : Initiales de l’opérateur du test : 8POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS c) Pour un tube d’exposition à pastille rouge : Date du test (jj/mm/aaaa) : No du tube d’exposition : Insecticide et concentration : No de lot du papier : Date d’imprégnation (jj/mm/aaaa) : Date limite d’utilisation (jj/mm/aaaa) : Date de la première utilisation (jj/mm/aaaa) : Nbre d’utilisations passées de ce papier : Initiales de l’opérateur du test : 5.2. Préparer les tubes d’observation (à pastille verte) 5.2.1. Prendre 6 morceaux de papier blanc propre (taille 12 cm × 15 cm) enroulés en forme de cylindre et en insérer une dans chacun des 6 tubes d’observation. Fixer le papier en position contre la paroi du tube à l’aide des 2 anneaux en acier (attaches), 1 vers le bord supérieur et 1 vers le bord inférieur (Figure 1). 5.2.2. Placer un tulle de 1190 µ sur chaque tube d’observation et visser le bouchon en place. 5.2.3. Fixer une plaque coulissante à chacun des tubes d’observation en la vissant en place sur l’extrémité ouverte, comme indiqué sur la Figure 1. 5.3. Préparer les tubes témoins (à pastille jaune) 5.3.1. Avec des gants jetables, rouler 2 papiers témoins en forme de cylindre et insérer chacun d’eux dans un tube à pastille jaune, en s’assurant que l’étiquette estampillée sur le papier est sur la face extérieure et qu’elle est lisible à travers le tube transparent. 5.3.2. Fixer les papiers témoins dans chaque tube à l’aide des 2 anneaux en cuivre, 1 vers le bord supérieur et 1 vers le bord inférieur. Fermer le tube avec un bouchon à vis à une extrémité (l’extrémité inférieure). 5.3.3. Retirer les gants et les jeter dans un sac pour produits contaminés. 5.4. Préparer les tubes d’exposition (à pastille rouge) 5.4.1. Avec des gants jetables, rouler 4 papiers imprégnés d’insecticide en forme de cylindre et insérer chacun d’eux dans un tube à pastille rouge, en s’assurant que l’étiquette estampillée sur le papier est sur la face extérieure et qu’elle est lisible à travers le tube transparent. 5.4.2. Fixer les papiers imprégnés d’insecticide dans chaque tube à l’aide des 2 anneaux en cuivre, 1 vers le bord supérieur et 1 vers le bord inférieur. Fermer le tube avec un bouchon à vis à une extrémité (l’extrémité inférieure). 5.4.3. Retirer les gants et les jeter dans un sac pour produits contaminés. 9POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS Figure 1. Test en tubes. À gauche : un tube d’observation (pastille verte) avec un clip en acier (anneau) et un tube d’exposition (pastille rouge) avec un clip en cuivre. À droite : un tube d’observation (pastille verte) connecté à un tube d’exposition (pastille rouge) à l’aide d’une plaque coulissante Source : photo reproduite avec l’autorisation de l’Institut de recherche pour le développement, Montpellier, France Étape 2 : Exposition des moustiques Figure 2. Protocole d’exposition et de post-exposition des moustiques Période de préexposition (1 h) : Maintenir les moustiques dans des tubes d’observation doublés d’un papier blanc propre. Période d’exposition (1 h) : Exposer les moustiques à des papiers imprégnés d’insecticide (tubes rouges) ou à des papiers témoins traités uniquement avec de l’huile ou de l’acétone (tubes jaunes). Période d’observation post-exposition (24 h) : Transférer les moustiques dans les tubes d’observation. Leur donner accès à une solution sucrée. Calculer la mortalité à la fin des 24 h. TémoinInsecticide 10 POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS 5.5. Aspirer et insérer les moustiques dans les tubes : À l’aide d’un aspirateur, aspirer 25 moustiques femelles adultes d’une cage à moustiques et les transférer dans chacun des 6 tubes d’observation à pastille verte à travers le trou circulaire de la plaque coulissante. Fermer la plaque coulissante et placer les tubes d’observation en position verticale. Il est nécessaire d’avoir un total de 150 moustiques pour remplir les 6 tubes d’observation. (Figure 2). 5.6. Laisser les moustiques dans les tubes d’observation pendant 1 heure. 5.7. Transférer les moustiques des tubes d’observation vers les tubes de test (2 tubes témoins à pastille jaune et 4 tubes d’exposition à pastille rouge) : Seuls les moustiques vivants doivent être transférés. Tous les moustiques moribonds (c’est-à-dire incapables de voler) ou morts doivent être retirés. 5.7.1. Fixer un à un les tubes d’exposition et les tubes témoins vides à la position libre sur les unités coulissantes fixées aux tubes d’observation. 5.7.2. Ouvrir les tiroirs avec précaution et souffler délicatement pour que tous les moustiques des tubes d’observation aillent vers les tubes d’exposition. 5.7.3. Une fois que tous les moustiques sont dans les tubes d’exposition, fermer le tiroir et placer un bouchon de coton dans le trou pour verrouiller la glissière. 5.7.4. Noter le nombre exact de moustiques vivants exposés. Il est possible que certains moustiques soient morts au cours des processus d’observation ou de transfert. 5.7.5. Détacher les tubes d’observation à pastille verte des tubes d’exposition et les mettre de côté. 5.7.6. Placer les tubes en position verticale avec le tulle orienté vers le haut. Les placer dans une zone en lumière réduite ou les couvrir avec une plaque en carton pour diminuer l’intensité lumineuse et dissuader les moustiques testés de se poser sur le couvercle en tulle. 5.8. Laisser les moustiques dans les tubes traités (à pastille rouge) et témoins (à pastille jaune) pendant 1 heure. 11 POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS 5.9. Transférer à nouveau les moustiques dans les tubes d’observation à la fin de la période d’exposition d’une heure. 5.9.1. Fixer ensemble les tubes d’observation et les tubes d’exposition. Ouvrir le tiroir coulissant et souffler délicatement pour que tous les moustiques aillent des tubes d’exposition vers les tubes d’observation à pastille verte. 5.9.2. Détacher les tubes d’exposition des unités coulissantes. 5.9.3. Placer les tubes d’observation en position verticale avec le tulle orienté vers le haut. 5.9.4. Placer un morceau de coton imbibé d’une solution de sucre à 10 % sur le tulle des tubes d’observation. Pour imbiber le coton de la solution de sucre, procéder comme suit : Verser une solution de sucre à 10 % dans un récipient propre. • Prendre un morceau de coton d’environ 5 cm x 5 cm. • Le plonger dans la solution de sucre. • Retirer le coton et le presser juste assez pour s’assurer qu’il ne goutte pas. • Placer le coton imbibé à plat en haut du tube d’observation pour permettre aux moustiques de se nourrir de sucre ou de s’hydrater. • Verser toute solution de sucre restante dans un évier et rincer le récipient à l’eau du robinet. 5.10. Enregistrer le nombre de moustiques knock-down, conformément à la définition du Tableau 4. 5.11. Maintenir les moustiques dans les tubes d’observation (à pastille verte) pendant 24 heures à 27 °C ±2 °C et 75 % ±10 % d’humidité relative. Tableau 4. Définitions de l’OMS relatives à l’état de knock-down et de mort des moustiques après le test Les moustiques considérés comme vivants après 1 h d’exposition ou 24 h, 48 h ou 72 h après l’exposition Les moustiques considérés comme knock-down après 1 h d’exposition ou morts 24 h, 48 h ou 72 h après l’exposition Peut se lever et voler de manière coordonnée • Aucun signe de vie ; immobile ; ne se lève pas • Tout moustique qui possède 1 ou 2 pattes • Tout moustique qui ne peut pas voler de manière coordonnée • Tout moustique qui reste couché sur le dos, en bougeant les pattes et les ailes, incapable de s’envoler • Tout moustique qui peut se tenir sur les pattes et s’envoler brièvement, mais retombe immédiatement Source : page 77 du document Report of the fifteenth WHOPES working group meeting (2). 12 POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS Étape 3 : Enregistrer les résultats de mortalité 5.12. Enregistrer la mortalité 24 heures après 1 heure d’exposition : compter et consigner le nombre de moustiques trouvés morts et vivants 24 heures après 1 heure d’exposition, conformément aux définitions du Tableau 4. Saisir les données dans la feuille d’enregistrement ou dans le système électronique de collecte de données. 6. Utilisation et stockage des papiers imprégnés Ne pas utiliser le même papier imprégné plus de 6 fois (ce qui équivaut à exposer un maximum de 150 moustiques sur le même papier). Avant de réutiliser les papiers dans un nouveau test, la boîte en plastique scellée doit être portée à température ambiante (~ 25 °C) non ouverte pendant 1 heure. Les papiers pour le test ne doivent jamais être exposés directement à la lumière du jour. Lorsque des tests biologiques sont réalisés sur quelques jours, les papiers imprégnés peuvent être conservés dans les tubes d’exposition, à condition que les tubes soient emballés individuellement dans une feuille d’aluminium après chaque utilisation et maintenus à une température entre 4 °C et 8 °C. Entre les cycles de test de résistance aux insecticides, les papiers réutilisables (c’est-à-dire utilisés moins de 6 fois) doivent être conservés dans leur boîte en plastique d’origine, scellée avec du ruban adhésif et stockée dans une boîte réfrigérante ou un réfrigérateur entre 4 °C et 8 °C. À ces températures, leur durée de conservation varie de 2 à 5 ans selon l’insecticide (Tableau 5). Tableau 5. Durée de conservation dans des conditions de stockage optimales et dans des conditions extrêmes de température Classe Insecticide Durée de conservation dans des conditions optimales de stockage au froid (4 °C à 8 °C) Stabilité dans des conditions extrêmes de stockage (54 °C ±2 °C pendant 2 semaines ou 40 °C ±2 °C pendant 8 semaines) Organochlorés DDT 5 ans Stable Organophosphorés Malathion 3 ansa Stable Pirimiphos-méthyl 3 ansa - Carbamates Bendiocarbe 3 ansa - Propoxur 3 ansa - Pyréthrinoïdes Alpha-cyperméthrine 2 ans Stable Cyfluthrine 2 ans Stable Deltaméthrine 2 ans Stable Étofenprox 2 ans Stable Lambda-cyhalothrine 2 ans Stable a Provisoire (nécessite une reconfirmation) 13 POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS 7. Critères de rejet du test Si la mortalité des témoins est >20 %, les tests doivent être annulés et refaits. 8. Enregistrement des données et calcul des taux de mortalité Au cours du test, les données doivent être saisies dans les formulaires d’enregistrement des données électroniques ou sur papier. Un modèle sur papier est fourni à l’annexe 1 de la présente POS. Les formulaires numériques DHIS2-base sont disponibles sur le site Web du Programme mondial de lutte contre le paludisme de l’OMS.1 Le critère d’évaluation du test est la mortalité des moustiques 24 heures après 1 heure d’exposition à l’insecticide. La mortalité des moustiques doit être calculée séparément pour les 2 groupes de tubes : exposés et témoins. La mortalité due au traitement est calculée en additionnant le nombre de moustiques morts dans l’ensemble des tests avec des papiers imprégnés d’insecticide à la même concentration, puis en l’exprimant sous forme de pourcentage du nombre total de moustiques dans ces tests. La mortalité dans le groupe témoin est calculée de la même façon : Mortalité due au traitement (%) = Nombre de moustiques femelles morts dans les lots exposés Nombre total de moustiques femelles dans les lots exposés x 100 Mortalité des témoins (%) = Nombre de moustiques femelles morts dans les lots témoins Nombre total de moustiques femelles dans les lots témoins x 100 • Si la mortalité des témoins est de <5 %, aucune correction des résultats du test n’est nécessaire. • Si la mortalité des lots témoins est ≥5 % et ≤20 %, la mortalité des lots traités doit être corrigée par la mortalité des lots témoins en utilisant la formule d’Abbott comme suit : Mortalité corrigée = (% de mortalité des lots exposés – % de mortalité des lots témoins) (100 – % de mortalité des lots témoins) x 100 9. Interprétation des résultats du test • Résistance confirmée : une population de vecteurs est considérée comme résistante à un insecticide si la mortalité dans les lots exposés (corrigée à l’aide de la formule d’Abbott, si nécessaire) est <90 %, sous réserve qu’au moins 100 moustiques de chaque espèce aient été testés. • Résistance possible : si la mortalité observée dans les lots exposés (corrigée par la formule d’Abbott, si nécessaire) est ≥90 %, mais <98 %, la présence d’une résistance est possible, mais non confirmée. Les résultats du test doivent être confirmés en répétant le test avec un nouvel échantillon de la même population de moustiques. (Remarque : éviter d’utiliser la génération F1 des moustiques testés.) Si 2 tests montrent de manière constante une mortalité dans le groupe exposé <98 %, alors la résistance est confirmée. • Sensibilité : une population de vecteurs est considérée comme sensible à un insecticide si la mortalité des moustiques dans les lots exposés (corrigée à l’aide de la formule d’Abbott, si nécessaire) est ≥98 %. 1 https://www.who.int/teams/global-malaria-programme/prevention/vector-control/dhis-data-collection-and-collation-tools 14 POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS 10. Protocole de nettoyage 10.1. Faire tremper les tubes pendant une nuit dans une solution alcaline à 20 % (TFD4 ou Decon 90) pour le matériel en contact direct avec l’insecticide (par ex., tubes d’exposition avec les attaches en cuivre, etc.) ou dans une solution à 10 % pour le matériel qui n’a pas été en contact avec l’insecticide, mais qui a été utilisé pour la manipulation des moustiques (par ex., tubes d’observation, anneaux en acier). Remarque : les solutions de décontamination à 20 % et 10 % doivent être changées au moins une fois par mois, ou plus souvent si nécessaire. 10.2. Le lendemain, rincer le matériel 3 fois à l’eau du robinet et laisser sécher à température ambiante. 10.3. Nettoyer la table de travail et le matériel fixe avec de l’acétone. 11. Remerciements L’OMS remercie pour leurs contributions le Dr Vincent Corbel, M. Stephane Duchon et Mme Laura Andreo, de l’Institut de Recherche pour le Développement, Montpellier, France ainsi que la Dre Rosemary Lees, Liverpool School of Tropical Medicine, Royaume-Uni, pour la conception de cette POS et l’aide apportée au secrétariat de l’OMS pour sa finalisation. La révision et l’harmonisation de cette POS ont été effectuées par Mme Lucia Fernandez Montoya, Programme mondial de lutte contre le Paludisme de l’OMS, Genève, Suisse. L’OMS remercie également la Professeur Josiane Etang, de l’Organisation de Coordination pour la lutte contre les Endémies en Afrique Centrale et Faculté de Médecine et des Sciences Pharmaceutiques, Université de Douala, Cameroun, pour sa contribution à la version française de ce document. L’élaboration de cette POS a été coordonnée par le Dr Rajpal S. Yadav, Département OMS de lutte contre les maladies tropicales négligées. 12. Références 1. Determining discriminating concentrations of insecticides for monitoring of resistance in mosquitoes: report of a multi-centre laboratory study with recommendations of WHO consultations. Genève : Organisation mondiale de la Santé, 2021 (https://apps.who.int/ iris/handle/10665/352616, consulté le 27 mai 2023). 2. Report of the fifteenth WHOPES working group meeting. OMS/siège, Genève, 18 au 22 juin 2012. Genève : Organisation mondiale de la Santé ; 2012 (https://iris.who.int/ handle/10665/75304, consulté le 3 janvier 2022). Pour plus d'informations, veuillez contacter : vectorsurveillance@who.int 15 POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS Annexe 1. Formulaire de collecte des données pour évaluer la sensibilité aux insecticides des moustiques adultes à l’aide de tests en tubes de l’OMS Formulaire de collecte de données — tests en tubes de l’OMS pour évaluer la sensibilité des moustiques adultes aux insecticides À remplir uniquement à l’encre noire ou bleue. Ne pas utiliser de crayon ou de liquide correcteur. Date (jj/mm/aaaa) : Nom de l’opérateur : Lieu de collecte des moustiques : Coordonnées Latitude : Longitude : Période de collecte des moustiques : Date de début (jj/mm/aaaa) : Date de fin (jj/mm/aaaa) : Méthode de collecte : Insecticide testé et concentration : Date d’imprégnation du papier (jj/mm/aaaa) : Nombre d’utilisations précédentes des mêmes papiers : Espèces de moustiques : Stade et origine des moustiques : F0 adultes (de larves sauvages), F0 adultes (récoltés sauvages), F1 adultes (de larves sauvages), F1 adultes (descendance d’adultes sauvages) Âge des femelles (jours) : État de l’alimentation : non nourris ; nourris au sucre suivi d’un jeûne ; autre, préciser Début du temps d’exposition (hh:mm) : End time of exposure (hh:mm): Début du temps d’exposition (hh:mm) : Fin du temps d’exposition (hh:mm) : Température pendant l’exposition + la durée d’observation (°C) : Max : Min : Humidité relative pendant l’exposition + la durée d’observation (°C) : Max : Min : 16 POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS Tube Nombre de moustiques par tube Nombre de moustiques knock-down après 1 h d’exposition Nombre de moustiques morts et vivants à 24 h après 1 h d’exposition Mortalité à 24 h après 1 h d’exposition Nbre de morts Nbre de vivants Mortalité (%) Moustiques sauvages exposés à la CDa de l’insecticide Tube 1 Tube 2 Tube 3 Tube 4 Moustiques témoins sauvages Tube témoin 1 Tube témoin 2 Résultats finaux (tous les tubes) Knock-down après 1 h d’exposition (%) (au bout de 1 h d’exposition) Mortalité % (à 24 h) Mortalité corrigée selon la formule d’Abbott % (24 h) Moustiques sauvages exposés à la CDa de l’insecticide testé aCD, concentration discriminante Résultat du test. La population de vecteurs est (sensible/résistante/ éventuellement résistante) à l’insecticide Observations, le cas échéant : Vérifié par le superviseur : Date :
18 POS pour évaluer la sensibilité aux insecticides chez les moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS Procédure opératoire standard pour évaluer la sensibilité aux insecticides des moustiques adultes à l’aide des tests en tubes de l’OMS [Standard operating procedure for testing insecticide susceptibility of adult mosquitoes in WHO tube tests] ISBN 978-92-4-007919-9 (version électronique) ISBN 978-92-4-007920-5 (version imprimée) © Organisation mondiale de la Santé 2023. Certains droits réservés. La présente publication est disponible sous la licence CC BY-NC-SA 3.0 IGO. La mention de firmes et de produits commerciaux ne signifie pas que ces firmes et ces produits commerciaux sont agréés ou recommandés par l’OMS, de préférence à d’autres de nature analogue. Sauf erreur ou omission, une majuscule initiale indique qu’il s’agit d’un nom déposé.